辣椒溶桿菌Lysobacter capsici X2-3遺傳操作體系的建立

王虹 李星志 趙丹 劉愛新

摘要：辣椒溶桿菌（Lysobacter capsici）X2-3是本實驗室從小麥根際土壤中分離的對多種植物病原真菌和卵菌有明顯拮抗活性的菌株，建立有效的遺傳操作體系對了解其基因的功能具有重要意義。本研究以VgrG為目標基因，比較了不同載體對X2-3基因敲除效果，結果發(fā)現，載體pEX18GM、pBR325和pK19mob轉化X2-3后，均未得到VgrG缺失突變體;而載體pKMS1轉化X2-3后，經10%蔗糖二次篩選、PCR和Southern blot驗證等，成功得到VgrG缺失突變體;用廣宿主載體pBBR1MCS-5構建的VgrG互補突變體，可以恢復VgrG基因的功能。本結果為進一步研究該菌的基因功能提供了技術保障。

關鍵詞：辣椒溶桿菌;基因敲除;載體篩選;VgrG基因

中圖分類號：S476：Q933文獻標識號：A文章編號：1001-4942（2019）04-0007-06

Abstract Lysobacter capsici X2-3 was isolated by our lab from wheat rhizosphere soil with antimycotic activities to many plant pathogenic fungi and oomycetes. Establishing an effective genetic manipulation system was of great significance for understanding the function of its genes. Using VgrG gene as target， the study compared gene knockout effect of four different vectors on X2-3. The results showed that X2-3 transformed by the vectors pEX18GM， pBR325 and pK19mob were not VgrG deletion mutates. However， after transformation of vector pKMS1 into X2-3， VgrG deletion mutants were successfully obtained by 10% sucrose secondary screening， PCR and Southern blot verification. The complemented mutants of VgrG constructed by broad-host vector pBBR1MCS-5 also restored the function of VgrG gene. This study provided a technical guarantee for the further study on the gene function of the strain X2-3.

Keywords Lysobacter capsici; Gene knockout; Carrier screening; VgrG gene

植物病害的生物防治方法近年來日益受到人們的重視，生產上已廣泛利用的生防菌包括木霉和菌根真菌等真菌[1]，鏈霉菌等放線菌[2]，芽孢桿菌、假單胞桿菌等細菌[3]。溶桿菌屬（Lysobacter）常存在于水和土壤中，與芽孢桿菌、假單胞桿菌等細菌相比，生長較慢，分離純化較為困難，因此分離出現的比例相對較低[4-6]，研究也相對較少。

辣椒溶桿菌X2-3（以下簡稱X2-3）是本實驗室從小麥根際分離到的一株對真菌、卵菌和革蘭氏陽性細菌有顯著拮抗活性[7，8]的菌株。研究發(fā)現，辣椒溶桿菌菌株可以產生多種胞外酶和抗菌物質[7-9]，有著很好的應用前景。但由于缺乏有效的遺傳操作體系，對X2-3的抗菌物質及生物合成機制等了解很少。本研究以VgrG基因為目標基因構建不同的敲除載體并轉化X2-3，利用平板篩選、PCR、酶切及Southern blot檢測等技術手段對敲除VgrG基因的突變體進行驗證，同時構建VgrG互補菌株，以期建立X2-3有效的遺傳操作體系，并為研究該菌的基因功能提供參考。

1 材料與方法

1.1 試驗材料

供試菌株為Lysobacter capsici X2-3;大腸桿菌為Escherichia coli DH5α、E. coli S17-1，均由本實驗室保存，所用質粒見表1。供試培養(yǎng)基NA和LA分別用于L. capsici X2-3、大腸桿菌培養(yǎng)。引物（表2）由生工生物工程（上海）股份有限公司合成。

1.2 試驗方法

1.2.1 菌株X2-3對不同抗生素的敏感性試驗 將菌株X2-3在NB培養(yǎng)液中28℃、180 r/min振蕩培養(yǎng)12～24 h，6 000 r/min離心10 min，棄上清，菌體用無菌水調節(jié)OD600為1.0。取100 μL菌液涂布于含有不同濃度抗生素的NA培養(yǎng)基，28℃培養(yǎng)12～24 h，觀察菌株生長狀況。所用抗生素包括慶大霉素（Gm）、卡那霉素（Kna）、氨芐西林（Amp）和四環(huán)素（Tet），各抗生素濃度梯度為10、20、50、100、200、500 μg/mL。以不含抗生素的NA為對照。

1.2.2 基因敲除重組載體的構建 用引物VgrG1F/VgrG1R和VgrG2F/VgrG2R，以菌株X2-3基因組DNA為模板分別擴增VgrG基因的上、下游同源臂。PCR反應體系：10×buffer 2.5 μL，2.5 μmol/L dNTP Mixture 2 μL，10 μmol/L 5′端引物1 μL，10 μmol/L 3′端引物1 μL，5 U/μL DNA polymerase 0.5 μL，100 ng/μL DNA模板1 μL，ddH2O 17 μL。PCR擴增程序：94℃ 5 min;94℃ 40 s，65～67℃ 40 s，72℃ 40 s，30個循環(huán);72℃ 10 min，電泳回收同源臂連接至克隆載體pMD19-T Simple Cloning Vector并測序。測序無誤后，將VgrG基因的上、下游同源臂與pEX18GM[10]、pPKMS1[11]、pBR325[12]、pK19mob[13]載體用相同的限制性內切酶酶切后，16℃過夜連接，42℃熱激轉化E.coli S17-1感受態(tài)細胞。37℃、180 r/min培養(yǎng)45 min，分別涂布于含有Gm（200 μg/mL）、Kna（100 μg/mL）、Amp（100 μg/mL）、Kna（100 μg/mL）的LA平板，37℃過夜培養(yǎng)。挑取單菌落，進行菌落PCR及酶切驗證，鑒于4個載體均具有BamHⅠ、HindⅢ的酶切切點，確定20 μL酶切體系為：10 × K buffer 2 μL，質粒8 μL， 20 U/μL BamHⅠ1 μL，20 U/μL HindⅢ 1 μL，ddH2O 8 μL。最后將驗證正確的重組載體轉化X2-3感受態(tài)細胞。

1.2.3 突變體的篩選及PCR驗證 根據載體pEX18GM[10]、pPKMS1[11]、pBR325[12]和pK19mob[13]的抗生素抗性類型，分別用抗生素Gm（200 μg/mL）、Km（500 μg/mL）、Tet（10 μg/mL）和Km（500 μg/mL）對經各重組載體轉化的X2-3進行初步篩選。對獲得的單菌落根據載體特點進一步分析篩選：載體pEX18GM和pKMS1因含有蔗糖敏感基因SacB，二次篩選用含10%蔗糖的NA培養(yǎng)基，未發(fā)生二次交換的交換子將在蔗糖培養(yǎng)基中致死[14];pK19mob中含有gusA基因，用氨基葡萄糖苷為底物的培養(yǎng)基進行二次篩選[13];而載體pBR325在菌株生長過程中可以自然脫落[12，15]，無需二次篩選。最后，對獲得的單菌落進行PCR驗證。

1.2.4 雜交驗證 經PCR初步驗證，獲得缺失突變株。為明確獲得的菌株是否為基因缺失突變體，隨機挑選PCR結果正確的單菌落提取基因組DNA，進一步用Southern blot進行驗證。分別設計探針，并以基因組DNA為模板克隆探針，電泳切膠回收并測序。選擇合適的酶切位點對基因組DNA進行定量酶切，參照文獻[16]的方法進行雜交驗證。

1.2.5 互補菌株的篩選及驗證 根據X2-3基因序列設計引物HBVgrGF/HBVgrGR，用高保真酶擴增目的基因VgrG完整的開放閱讀框，電泳回收基因VgrG片段后連接至pEASY-Blunt Simple Cloning Vector并測序。測序無誤后，與同樣酶切的pBBR1MCS-5連接、轉化大腸桿菌DH5α，步驟參照1.2.2。對單菌落進行PCR及酶切驗證，體系參照1.2.2。將酶切驗證正確的重組載體電擊轉化缺失突變體感受態(tài)細胞，并涂布于NA（Gm 200 μg/mL）平板，28℃培養(yǎng)3～5 d。單菌落用PCR等進一步進行驗證。

1.2.6 菌株形態(tài)觀察 取2 μL培養(yǎng)至OD600為1.0的菌液接種于NA平板表面，超凈臺靜置直至菌液固定在培養(yǎng)基上不再流動，28℃靜置培養(yǎng)3～5 d。用Leica體視鏡對野生菌株、突變體和互補菌株的菌落形態(tài)進行觀察，并拍照記錄。

2 結果與分析

2.1 菌株X2-3 對抗生素的敏感性檢測

X2-3在不同抗生素濃度下的生長結果如表3所示。其對氨芐霉素（Amp）敏感性最差，在500 μg/mL濃度下仍可正常生長;對四環(huán)素（Tet）最敏感，在10 μg/mL濃度下就不能生長;對卡那霉素和慶大霉素的敏感性居中，在500 μg/mL卡那霉素（Km）和200 μg/mL慶大霉素（Gm）不能生長。本結果為后續(xù)突變體篩選時選用合適的抗生素濃度提供了依據。

2.2 不同轉化體系比較

以VgrG為目標基因，選用載體pEX18GM、pKMS1、pBR325和pK19mob分別構建VgrG基因的不同敲除載體并轉化X2-3，結果（表4）發(fā)現，各載體在菌株X2-3中的轉化效果存在明顯差異。構建的pEX18GM、pKMS1、pBR325和pK19mob重組載體轉化后，均可在相應抗生素平板上生長，而野生株與轉化空載pEX18GM、pKMS1、pBR325和pK19mob均不生長，表明構建的重組載體均成功轉化X2-3菌株。但經含10%的蔗糖培養(yǎng)基和含25 mg/L氨基葡萄糖苷培養(yǎng)基二次篩選時， pEX18GM和pK19mob重組載體轉化的菌株均無法正常生長，表明在蔗糖和氨基葡萄糖苷條件下，一次交換子未發(fā)生二次交換，故無法生長;轉化pBR325重組載體的菌株可以在抗生素的平板上生長，但PCR無法擴增到目的條帶，表明pBR325不能用于菌株X2-3中VgrG基因的定向敲除;經重組載體pKMS1-VgrG轉化的菌株，可以在10%的蔗糖板生長，經PCR擴增初步分析，可以得到缺失VgrG基因的突變菌株。初步表明載體pKMS1可以用于菌株X2-3的基因敲除。

2.3 基因VgrG敲除重組載體的PCR和酶切驗證

構建重組載體pKMS1-VgrG進行PCR驗證，將驗證正確的用BamHⅠ、HindⅢ酶切，酶切結果見圖1。由圖1a可見，單菌落1、4、5、6、7均可以清晰地擴增到1 400 bp的條帶。以單菌落1的質粒酶切發(fā)現，BamHⅠ單酶切可以得到7 200 bp的條帶;HindⅢ單酶切可以得到共計7 200 bp的條帶，因為載體pKMS1中有2個HindⅢ的酶切位點;雙酶切可以得到1 400 bp和載體酶切的條帶（圖1b），與預期結果一致。這表明基因VgrG敲除重組載體構建成功。

2.4 基因VgrG敲除菌株的篩選

將重組載體pKMS1-VgrG電擊轉化菌株X2-3感受態(tài)細胞，通過抗生素（Km，500 μg/mL）初步篩選、10%蔗糖平板二次交換，用引物VgrG1F/VgrG2R進行PCR擴增，理論上野生株X2-3能擴增到一條2 139 bp的條帶，而突變株可以得到1 416 bp的條帶。選用蔗糖篩選后的4個單菌落PCR，結果（圖2）顯示，菌株X2-3擴增到2 139 bp的條帶，單菌落3、5可以擴增到1 416 bp的條帶，初步確定為敲除成功的突變體，而2、4單菌落未擴增到1 416 bp的條帶。

3 討論與結論

溶桿菌屬的細菌分布廣泛，可通過分泌胞外酶、小分子化合物及生物表面活性劑和抗生素等物質發(fā)揮對多種病原細菌、真菌、線蟲等的拮抗性、競爭性、抑制或殺死等作用[17，18]，對防治土傳病害等具有極大的經濟效益和廣闊的應用前景[19]。溶桿菌屬細菌是一類具有良好潛力的生防細菌，目前，尚無溶桿菌屬細菌對人體或者環(huán)境有害的報道[20]。與其它種類的細菌相比，其研究相對較少，因此建立一種適用于不同溶桿菌的分子操作手段尤為重要。本研究比較了4種常用自殺載體pEX18GM、pBR325、pK19mob和pKMS1對X2-3的基因敲除效果，發(fā)現僅有pKMS1可用于X2-3的目標基因敲除。載體pBBR1MCS-5可在X2-3中用于基因互補。

常用的基因編輯技術包括轉座子插入[21]、CRISPR-Cas9[22]、基因敲除[14，23]等，而相較于點突變、插入突變而言，基因敲除可以避免基因重疊對其上下游基因表達的影響，并可以敲除完整的目標基因進而研究其功能，現已發(fā)展成為最佳的微生物菌劑改良途徑。目前，細菌中常利用同源重組的原理借助自殺載體來完成對基因的定向敲除。產酶溶桿菌（L. enzymogenes）OH11是研究較為深入的一種溶桿菌，前人利用載體pEX18GM對L. enzymogenes菌株OH11中多個基因進行敲除，為了解OH11中基因的功能提供了很多便利[4，9，10]。然而，溶桿菌對不同載體常表現出選擇性，目前為止還未有一種適用于所有溶桿菌的基因敲除操作體系。本試驗證實產酶溶桿菌OH11中頻繁使用的pEX18GM在辣椒溶桿菌X2-3中無法發(fā)揮基因敲除的作用。前人研究的載體pJQ200SK在菌株L. gummosus OH17中可有效完成基因敲除[24]，但在OH11中則沒有效果[25]。可見建立適合各菌株的遺傳操作體系是深入研究基因功能的前提。本研究中，我們成功建立起可用于X2-3菌株的遺傳操作體系，為下一步研究其基因功能等方面提供了技術保障。

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