任思蕊, 王冰蕊, 郭 青, 馮甜甜, 王 鼎, 高 潔, 石莉紅
中國醫(yī)學科學院, 北京協(xié)和醫(yī)學院血液病醫(yī)院(血液學研究所), 實驗血液學國家重點實驗室, 天津 300020
表觀遺傳是在DNA序列信息不變的情況下,細胞內部發(fā)生的可遺傳改變,方式主要有DNA和組蛋白的修飾、染色質的重塑等[1]。表觀遺傳學參與了腫瘤的發(fā)生發(fā)展,在已有的白血病研究中,發(fā)現(xiàn)許多原癌基因和抑癌基因的啟動子區(qū)域CpG島發(fā)生異常的甲基化修飾,例如ABLl(P1)基因[2]、ECAD基因[3]、EphA3基因[4]等。但是關于組蛋白修飾參與白血病發(fā)生的研究較少。
在構成染色質的組蛋白上,可以發(fā)生甲基化、乙酰化、泛素化等多種修飾,進而調控基因表達[5]。LSD1是組蛋白去甲基酶,它催化組蛋白賴氨酸特異的去甲基反應從而完成對組蛋白的修飾,抑制靶基因的轉錄[6]。LSD1在哺乳動物造血系統(tǒng)中發(fā)揮著重要的生理作用。LSD1敲除的小鼠胚胎發(fā)育7.5d死亡,通過對LSD1條件敲除小鼠模型的研究顯示,LSD1在造血發(fā)生過程中高表達,并且對紅系、巨核系、粒系細胞的終末分化必不可少[7]。在AML細胞中,通過抑制LSD1的活性,降低了AML細胞的集落形成能力,并促進細胞凋亡[8],這暗示LSD1可能通過組蛋白修飾參與白血病的發(fā)展。
在我們的前期實驗中,已經利用CRISPR/Cas9技術構建了人慢性髓系白血病K562的LSD1基因敲除株,發(fā)現(xiàn)LSD1的敲除顯著抑制了CD235a的表達,并且顯著減慢了K562細胞的增殖速度[9]。為了探究LSD1敲除后K562細胞增殖變慢的原因,本研究利用流式細胞儀檢測細胞凋亡的改變以及細胞周期的變化,發(fā)現(xiàn)敲除LSD1后,不影響K562細胞凋亡水平;但是細胞周期發(fā)生明顯改變,阻滯在G0/G1期的細胞變多,S期和G2/M期的細胞變少,進而導致細胞的增殖變慢。
流式細胞儀LSR II(美國BD公司);K562細胞系原購自美國ATCC公司,后經由本實驗室保存; K562細胞LSD1純合敲除株(LSD1-/-)、雜合敲除株(LSD1+/-)由本實驗室構建,傳代并凍存;細胞培養(yǎng)所用的胎牛血清、L-谷氨酰胺、RPMI 1640基礎培養(yǎng)液、青霉素-鏈霉素抗生素、丙酮酸鈉等細胞培養(yǎng)相關試劑購自美國Gibco公司; 細胞凋亡檢測試劑盒購于美國BD公司。
K562細胞使用的基礎培養(yǎng)液為RPMI 1640,添加1%的青霉素-鏈霉素、1%的L-glutamine以及10%的胎牛血清,K562細胞培養(yǎng)條件為37℃恒溫、5% CO2孵箱培養(yǎng),培養(yǎng)密度為1×105個/mL,細胞密度達到1×106個/mL時進行細胞傳代。
試劑稀釋:細胞凋亡檢測試劑盒中提供的5×Binding Buffer,使用無菌PBS稀釋至1×Binding Buffer,4℃預冷。
K562細胞的準備:K562細胞計數取1×106個細胞,300 g離心5 min,棄上清,用PBS緩沖液清洗1遍,吸棄上清后使用100 μL 1×Binding Buffer將細胞重懸。
細胞染色:加入5 μL的Annexin V-FITC混勻后,避光,室溫孵育15 min;上機檢測前5 min再加入5 μL的PI染料并補加200 μL的1×Binding Buffer。
制備好的細胞懸液使用流式細胞儀LSRⅡ檢測細胞凋亡比例,使用FITC和PI兩個通道,檢測結束后用軟件FlowJo7.6.1進行分析,流式細胞儀檢測顯示的細胞分布在四象限內,Annexin V-/PI-為活細胞,Annexin V+/PI-和Annexin V+/PI+為早期凋亡以及晚期凋亡的細胞。
細胞固定:收集細胞并用PBS洗滌,300 g離心5 min后棄掉上清;每組細胞中加入1 mL 70%乙醇,混勻后4℃固定24 h以上。
細胞染色與檢測:取固定完畢的細胞,使用PBS清洗一遍,300 g離心5 min后棄掉上清。重新加入50 μL PBS及3 μL核糖核酸酶,室溫孵育10 min后加入150 μL PI的PBS溶液,室溫避光染色10 min;染色后使用LSR II流式細胞儀檢測,并使用ModFit程序分析G0/G1,S和G2/M期細胞比率。
前期研究中發(fā)現(xiàn),敲除LSD1基因后K562細胞增殖受到顯著抑制,LSD1+/-細胞株增殖速度顯著慢于WT組,LSD1-/-細胞株的增殖速度與WT組相比,差異極顯著[9]。為了進一步探究敲除LSD1基因后K562細胞增殖受到顯著抑制的原因,本實驗檢測了K562細胞的增殖周期,細胞周期中的G0和G1期是DNA合成前期,進入S期后DNA開始合成,G2期DNA合成結束。將培養(yǎng)中的K562細胞野生型、LSD1+/-、LSD1-/-細胞株同時進行PI染色,PI可以與DNA結合,其熒光強度直接反映了細胞內DNA含量(圖1A)。分析3株細胞所處細胞周期內各階段細胞比例,結果顯示敲除LSD1后,被阻滯在G1期的細胞比例升高,然而在S期的細胞比例明顯降低,進入G2/M期的細胞比例也降低(圖1B)。以上結果表明,敲除LSD1基因后K562細胞的增殖周期被阻滯在G0/G1期,進入DNA復制期的細胞減少,從而使進入分裂狀態(tài)細胞比例減少,細胞增殖減慢。
圖1 LSD1敲除對K562細胞增殖周期的影響Fig.1 Effects of LSD1 knockout on the cell cycle of K562 cells.A.PI染色以及流式細胞儀分析各組細胞的細胞周期分布比例;B.統(tǒng)計學分析各組細胞的細胞周期分布比例。*表示P<0.1水平差異顯著,**表示P<0.01水平差異顯著,***表示P<0.001水平差異顯著。
為了探究LSD1+/-和LSD1-/-細胞株增殖減慢的原因,除細胞周期改變外,是否由于敲除基因LSD1影響細胞凋亡水平所引起,本實驗將培養(yǎng)中的K562細胞野生型、LSD1+/-、LSD1-/-細胞株同時進行細胞凋亡檢測,并使用軟件FlowJo7.6.1分析,Annexin V-/PI-為活細胞,Annexin V+/PI-和Annexin V+/PI+為早期凋亡以及晚期凋亡的細胞,統(tǒng)計分析凋亡細胞的總比率,結果顯示: 敲除LSD1后,不影響K562細胞凋亡水平(圖2)。
LSD1又名KDM1A,是胺氧化酶家族中的一員,其C端具有AOL結構域,主要包括FAD(黃素腺嘌吟二核苷酸)結合結構域和催化活性中心兩個部分,在FDA的參與幫助下,LSD1可以與組蛋白底物結合,特異催化組蛋白H3K9me1/2和H3K4me1/2去甲基化[10~12]。
研究表明,組蛋白修飾在生理以及病理狀態(tài)下的造血過程中均發(fā)揮核心作用。在急性白血病患者的基因組中,由于染色質修飾基因的各種后天病變,或其表達水平的變化,表觀遺傳學的整體狀態(tài)發(fā)生明顯改變[13]。在多種血液系統(tǒng)淋系和髓系惡性腫瘤中,組蛋白-賴氨酸-N-甲基轉移酶EZH2被證明發(fā)生了突變[14];組蛋白甲基轉移酶DOT1L的小分子抑制劑顯示出對MLL(混合譜系白血病)的臨床治愈性[15,16];另外,組蛋白去甲基轉移酶KDM5A(JARID1A)、KDM5C(JARID1C)和KDM6A(UTX)在實體以及血液系統(tǒng)腫瘤中均出現(xiàn)了大規(guī)模重復性突變,因此LSD1/KDM1A也一度成為臨床治療AML的研究熱點[17]。LSD1在AML(急性髓系白血病)中高表達,多種LSD1抑制劑在臨床應用中展現(xiàn)出對AML一定的治療作用[18],在MLL-AF9+AML細胞中,敲低LSD1的表達水平,H3K4me2/H3K4me3比例升高從而降低了白血病發(fā)展風險[19~21]。但是關于LSD1在白血病細胞分化、增殖以及凋亡的研究比較少。
圖2 LSD1基因敲除對K562細胞凋亡水平的影響Fig.2 The effect of LSD1 knockout on apoptosis level of K562 cells.
K562細胞是研究白血病發(fā)病機理的重要模型,我們在前期的實驗中,已經使用人慢性髓系白血病K562細胞,利用 CRISPR/Cas9技術對K562細胞的LSD1 Exon1進行定點切割,并獲得了LSD1+/-、LSD1-/-K562細胞株,通過對敲除株的研究發(fā)現(xiàn),LSD1+/-、LSD1-/-K562細胞株的紅系特異性表面標記CD235a的表達被顯著抑制,并且與LSD1的表達呈劑量依賴關系。因此我們推測,LSD1可能參與調控了K562細胞紅系分化過程中的紅細胞成熟進程。同時我們發(fā)現(xiàn)LSD1+/-、LSD1-/-K562細胞株的增殖能力明顯下降,這暗示了LSD1基因的抑制能夠有助于白血病的治療,因此本實驗利用細胞凋亡檢測,驗證了敲除LSD1基因后,K562細胞凋亡水平并未受到影響。同時,數據顯示野生型K562細胞凋亡很不明顯,因此有必要進一步研究在饑餓或誘導劑處理下,LSD1對K562細胞凋亡是否有影響。另外,敲除LSD1基因后,野生型和敲除株細胞的K562細胞被阻滯在細胞周期的G0/G1期,進入DNA復制期的細胞變少,細胞增殖明顯減慢;結果中細胞周期改變與LSD1敲除比例未出現(xiàn)明顯的計量依賴性,因此認為,除了影響細胞周期外,可能還存在其他的信號通路,受到LSD1敲除的影響從而減慢了細胞的增殖。
綜上所述,LSD1基因K562細胞在紅系分化進程中至關重要,并且起到維持細胞凋亡平衡狀態(tài)以及細胞順利增殖的作用。因此,抑制LSD1的活性,理論上可以成為治療白血病的策略手段。同時,本研究也為臨床上LSD1抑制劑治療白血病提供了有效的理論依據。
參 考 文 獻
[1] Huang B, Jiang C, Zhang R. Epigenetics: The language of the cell? [J]. Epigenomics, 2014, 6(1): 73-88.
[2] Issa J P, Kantarjian H, Mohan A,etal.. Methylation of the ABL1 promoter in chronic myelogenous leukemia: Lack of prognostic significance[J]. Blood, 1999, 93(6): 2075-2080.
[3] Seeliger B, Wilop S, Osieka R,etal.. CpG island methylation patterns in chronic lymphocytic leukemia[J]. Leuk Lymph., 2009, 50(3): 419-426.
[4] Dottori M, Down M, Huttmann A,etal.. Cloning and characterization of EphA3(Hek) gene promoter: DNA methylation regulates expression in hematopoietic tumor cells[J]. Blood, 1999, 94(7): 2477-2486.
[5] Deans C, Maggert K A. What do you mean, Epigenetic? [J]. Genetics, 2015, 199(4):887-896.
[6] Shi Y, Lan F, Matson C,etal.. Histone demethylation mediated by the nuclear amine oxidase homolog LSD1[J]. Cell, 2004, 119(7): 941-953.
[7] Wang J, Scully K, Zhu X,etal.. Opposing LSD1 complexes function in developmental gene activation and repression programmes[J]. Nature, 2007, 446(7138): 882-887.
[8] Daniel P M, Alison E M, Daniel H W,etal.. Reversible inhibitors of LSD1 as therapeutic agents in acute myeloid leukemia: Clinical significance and progress to date[J]. Med. Res. Rev., 2015, 35(3):586-618.
[9] 高 潔, 任思蕊, 王冰蕊,等. 利用CRISPR/CAS9技術敲除LSD1基因顯著抑制人慢性髓系白血病K562細胞的增殖與CD235a的表達[J]. 中國實驗血液學雜志, 2017, 25(5): 1327-1333.
[10] Rotili D, Mai A. Targetinghistone demethylases: A new avenue for the fight against cancer[J]. Genes Cancer, 2011, 2(6): 663-679.
[11] Anand R, Marmorstein R. Structure and mechanism of lysine-specific demethylase enzymes[J]. J. Biol. Chem., 2007, 282(49): 35425-35429.
[12] Chen Y, Yang Y, Wang F,etal.. Ciystal structure of human his-tonelysine-specific demethylase 1 ( LSD1) [J]. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2006, 103(38): 13956-13961.
[13] Ly P V, Luisa L, Stephen D N. Histone-modifying enzymes: Their role in the pathogenesis of acute leukemia and their therapeutic potential[J]. Int. J. Hematol., 2013, 97(2):198-209.
[14] Dawson M A, Kouzarides T. Cancer epigenetics: from mechanism to therapy[J]. Cell, 2012, 150(1): 12-27.
[15] Zhang K, Dent S Y. Histone modifying enzymes and cancer: going beyond histones[J]. J. Cell Biochem., 2005, 96(6): 1137-1148.
[16] Krivtsov A V,Armstrong S A. MLL translocations, histone modifications and leukaemia stem-cell development[J]. Nat. Rev. Cancer, 2007,7(11):823-833.
[17] Barretina J, Caponigro G,Stransky N,etal.. The cancer cell line encyclopedia enables predictive modelling of anticancer drug sensitivity[J]. Nature, 2012, 483(7391): 603-607.
[18] Berglund L, Bj?rling E, Oksvold P,etal.. A genecentric human protein atlas for expression profiles based on antibodies[J]. Mol. Cell Proteom., 2008,7(10): 2019-2027.
[19] Harris W J, Huang X, Lynch J T,etal.. The histone demethylase KDM1A sustains the oncogenic potential of MLL-AF9 leukemia stem cells[J]. Cancer Cell, 2012, 21(4): 473-487.
[20] Lokken A A, Zeleznik-Le N J. Breaking the LSD1/KDM1A addiction: Therapeutic targeting of the epigenetic modifier in AML[J]. Cancer Cell, 2012,21(4): 451-413.
[21] Schenk T, Chen W C, G?llner S,etal.. Inhibition of the LSD1 (KDM1A) demethylase reactivates the all-trans-retinoic acid differentiation pathway in acute myeloid leukemia[J]. Nat. Med., 2012, 18(4): 605-611.