LAZY1通過(guò)油菜素內(nèi)酯途徑調(diào)控水稻葉夾角的發(fā)育

張曉瓊 王曉雯 田維江 張孝波 孫 瑩 李楊羊 謝 佳 何光華 桑賢春*

?

通過(guò)油菜素內(nèi)酯途徑調(diào)控水稻葉夾角的發(fā)育

張曉瓊 王曉雯 田維江 張孝波 孫 瑩 李楊羊 謝 佳 何光華 桑賢春*

西南大學(xué)水稻研究所 / 轉(zhuǎn)基因植物與安全控制重慶市重點(diǎn)實(shí)驗(yàn)室, 重慶 400716

葉夾角的大小直接影響水稻葉面積指數(shù), 進(jìn)而調(diào)控群體光合作用, 是水稻株型育種中重要的指標(biāo), 研究其發(fā)育機(jī)制對(duì)水稻株型育種具有重要的意義。利用EMS誘變秈型水稻保持系西大1B, 獲得一個(gè)植株散生且葉夾角變大的突變體。田間種植條件下, 苗期的葉夾角極顯著大于野生型; 分蘗期的分蘗角極顯著增大, 株型松散; 成熟期整個(gè)植株呈匍匐狀生長(zhǎng)。而野生型株型在整個(gè)生育期均保持相對(duì)緊湊, 葉夾角較小。石蠟切片分析顯示,葉夾角增大是由葉枕近軸面細(xì)胞變大造成的。的主要農(nóng)藝性狀與野生型相比無(wú)明顯變化。遺傳分析表明該性狀受1對(duì)隱性核基因控制, 利用SSR標(biāo)記進(jìn)行基因定位, 最終將定位在第11染色體標(biāo)記RM4746和RM26742之間324 kb的物理范圍內(nèi), 包含散生基因。測(cè)序結(jié)果顯示突變體在第3外顯子上發(fā)生了一個(gè)T到C的堿基替換, 導(dǎo)致第143位氨基酸由野生型的纈氨酸突變?yōu)楸彼? 表明是一個(gè)新的等位突變體。對(duì)外源油菜素內(nèi)酯(BR)的敏感性降低, BR信號(hào)傳導(dǎo)途徑關(guān)鍵基因在中的表達(dá)上調(diào)了近10倍, 早期研究表明基因的過(guò)表達(dá)可導(dǎo)致葉夾角變大。推測(cè)可能通過(guò)BR信號(hào)傳導(dǎo)途徑調(diào)控水稻葉夾角的發(fā)育。

水稻(L.); 葉夾角;; 油菜素內(nèi)酯(BR)信號(hào)傳導(dǎo);

水稻產(chǎn)量除受外界不可控的環(huán)境因素影響外, 還與水稻的株型相關(guān), 而葉夾角和分蘗角度是水稻株型的重要組成。葉夾角和分蘗角度通常會(huì)影響植物的光合效率以及植株間的溫度和氣體的含量, 是水稻品種選育、栽培研究和生產(chǎn)實(shí)踐上的重要性狀。通常認(rèn)為分蘗角度屬于數(shù)量性狀, 已定位[1]、[2]、[2]、[3]等多個(gè)主效QTL, 并克隆了[4]。也有研究表明分蘗角為質(zhì)量性狀, 并克隆了其調(diào)控基因[5-6]和[7]。表達(dá)具有時(shí)空性, 主要在分蘗基部不伸長(zhǎng)節(jié)、莖的節(jié)部與葉鞘交接部位的葉鞘枕處表達(dá), 屬于發(fā)育時(shí)期調(diào)控基因, 其過(guò)量表達(dá)可導(dǎo)致分蘗角度增大[4];通過(guò)調(diào)節(jié)生長(zhǎng)素極性運(yùn)輸影響水稻地上部的向重性, 最終控制分蘗角的大小[5-6], 屬于重力信號(hào)傳導(dǎo)途徑基因;是油菜素內(nèi)酯(BR)響應(yīng)途徑中的負(fù)向調(diào)節(jié)子, 抑制的表達(dá), 會(huì)導(dǎo)致葉夾角和分蘗角度明顯增加[7]。

葉夾角對(duì)外界的信號(hào)比較敏感, 光、植物激素等都可能改變其大小。目前研究認(rèn)為, 葉夾角主要與植物激素有關(guān), 已克隆了[8]、[9]、[10]等多個(gè)基因; 另外葉夾角還受重力響應(yīng)和葉枕機(jī)械強(qiáng)度等因素的影響, 相關(guān)基因如[11]、[12]等。對(duì)生長(zhǎng)素不敏感, 但對(duì)外源BR異常敏感, 可通過(guò)BR的合成和信號(hào)傳導(dǎo)途徑調(diào)節(jié)葉枕近軸面細(xì)胞大小, 影響葉夾角發(fā)育[8];的表達(dá)受脫落酸、赤霉素、生長(zhǎng)素、BR等多激素的誘導(dǎo)[9], 控制近軸面細(xì)胞的分裂速度, 最終影響葉夾角大小;介導(dǎo)生長(zhǎng)素與BR信號(hào)傳導(dǎo)通路的交叉網(wǎng)絡(luò), 共同增強(qiáng)葉枕近軸面細(xì)胞的分裂[10];編碼一個(gè)具有獨(dú)特保守特征的ID蛋白, 調(diào)控淀粉質(zhì)體沉降率,進(jìn)而影響胚芽鞘的重力感應(yīng)和信號(hào)轉(zhuǎn)導(dǎo)[11];在葉枕維管束中表達(dá), 其與一個(gè)核蛋白家族的互作調(diào)節(jié)葉枕機(jī)械組織的形成, 影響葉枕機(jī)械強(qiáng)度, 調(diào)控葉夾角[12]。這些葉角度、分蘗角度相關(guān)基因的定位克隆與功能研究為揭示水稻株型發(fā)育的分子機(jī)制奠定了良好基礎(chǔ), 但仍有待更深入的研究。

從EMS誘變秈型水稻保持系西大1B后代中鑒定到一個(gè)葉角度變大的散生突變體, 我們對(duì)其進(jìn)行了形態(tài)鑒定、細(xì)胞學(xué)分析和基因精細(xì)定位等研究, 發(fā)現(xiàn)它是新的等位突變體, 通過(guò)BR信號(hào)傳導(dǎo)途徑影響葉夾角發(fā)育。

1 材料與方法

1.1 試驗(yàn)材料

連續(xù)種植2代,突變性狀均能穩(wěn)定遺傳。

1.2 農(nóng)藝性狀鑒定

田間種植和常規(guī)管理?xiàng)l件下, 全生育期觀察野生型和的株型變化。成熟期隨機(jī)選擇中間10株, 測(cè)量株高和節(jié)間長(zhǎng), 并調(diào)查穗長(zhǎng)、有效穗、穗粒數(shù)、穗實(shí)粒數(shù)、結(jié)實(shí)率、千粒重等主要農(nóng)藝性狀。

1.3 組織表型分析

取三葉期野生型和突變體全展葉的葉枕, 依據(jù)文獻(xiàn)[13]稍作改動(dòng)進(jìn)行石蠟切片分析。即FAA固定液固定后, 依次用一定梯度濃度的乙醇脫水、二甲苯透明、石蠟包埋、切片、烘干和番紅固綠染色, 最后中性樹(shù)膠封片, 顯微鏡下觀察并拍照。

1.4 遺傳分析和定位群體構(gòu)建

在西南大學(xué)水稻研究所歇馬基地配制日本晴/雜交組合, 同年秋在海南加代種植F1, 觀察植株形態(tài)并收獲F2種子。次年夏在西南大學(xué)水稻研究所歇馬基地種植雜交組合的親本和F2群體, 進(jìn)行遺傳分析; 同時(shí), 利用日本晴/雜交組合的F2隱性單株進(jìn)行基因定位。

1.5 DNA的提取

采用改進(jìn)后的CTAB法[14]提取親本、F2正常植株基因池、F2突變株基因池及定位群體單株的基因組DNA。

1.6 PCR分析

根據(jù)日本晴和1B的DNA序列差異, 參照http://www.gramene.org/microsat/等網(wǎng)站設(shè)計(jì)SSR和InDel標(biāo)記。PCR體系總體積12.5 μL, 包括1.0 μL的模板DNA, 1.0 μL的10 μmolL–1引物, 0.65 μL的25 mmolL–1MgC12, 0.5 μL 2.5 mmolL–1dNTPs, 8.0 μL ddH2O, 1.25 μL的10 × PCR 緩沖液和0.1 μL的5 U μL–1DNA聚合酶。PCR程序?yàn)?4℃預(yù)變性5 min, 94℃變性20 s, 56℃退火20 s, 72℃延伸40 s, 35個(gè)循環(huán)后, 72℃再充分延伸10 min。PCR產(chǎn)物經(jīng)10%的非變性聚丙烯酰胺凝膠電泳, 0.1%質(zhì)量濃度的AgNO3染色10 min, 去離子水漂洗2次, 再以1%質(zhì)量濃度NaOH和0.1%體積質(zhì)量濃度甲醛的混合液顯色, 觀察記錄帶型并照相。

1.7 BR敏感實(shí)驗(yàn)

取野生型和突變體種子, 催芽露白后播種至營(yíng)養(yǎng)土中, 分別進(jìn)行黑暗和正常培養(yǎng)。至三葉一心期時(shí), 調(diào)查長(zhǎng)勢(shì)正常的野生型和突變體植株的葉夾角, 進(jìn)行統(tǒng)計(jì)分析。同時(shí), 剪取正常培養(yǎng)的野生型和突變體植株葉枕處前后2 cm左右的材料, 分別置0、0.01、0.1、1和10 μmol L–124-表油菜素內(nèi)酯(24-eBL)溶液中, 暗培養(yǎng)3 d后統(tǒng)計(jì)各濃度下葉夾角大小。以上實(shí)驗(yàn)均3次生物學(xué)重復(fù)。

1.8 RNA提取及qPCR

三葉一心期, 分別取野生型和突變體植株的葉枕, 放進(jìn)無(wú)核酸酶的2 mL離心管中, 液氮速凍后研磨成粉, 根據(jù)試劑盒描述的方法提取RNA并反轉(zhuǎn)錄成cDNA, 試劑盒購(gòu)自天根生化科技(北京)有限公司, 然后再參照文獻(xiàn)[13]的方法對(duì)BR信號(hào)傳導(dǎo)途徑相關(guān)基因[15]、[16]、[17]、[18]和BR合成相關(guān)基因[19]、[20]進(jìn)行qPCR定量分析。qPCR引物序列見(jiàn)表1。

表1 qPCR定量引物序列

2 結(jié)果與分析

2.1 表型鑒定

田間種植條件下, 突變體整個(gè)生育期均表現(xiàn)葉夾角增大和植株散生。三葉期, 野生型的葉夾角為10.31°,的則是41.62°, 相比野生型, 突變體的葉夾角增大4倍, 達(dá)極顯著差異水平; 進(jìn)入分蘗期,的分蘗角度顯著大于野生型, 且隨生長(zhǎng)發(fā)育進(jìn)程變得更大(圖1-A, B); 灌漿期整個(gè)植株呈匍匐狀(圖1-D)。而野生型西大1B整個(gè)生育期株型均保持緊湊, 分蘗角度正常(圖1-C)。與野生型相比,除葉夾角和分蘗角度顯著變大外, 株高、有效穗、穗長(zhǎng)、穗粒數(shù)、穗實(shí)粒數(shù)、結(jié)實(shí)率、千粒重等農(nóng)藝性狀均無(wú)顯著變化(表2)。

2.2 細(xì)胞學(xué)分析

形態(tài)學(xué)觀察表明的葉夾角變大, 為進(jìn)一步分析其原因, 利用石蠟切片觀察了三葉期倒一全展葉葉枕部位的細(xì)胞結(jié)構(gòu)(圖2-A)。結(jié)果顯示, 野生型(圖2-B)近軸面細(xì)胞長(zhǎng)度平均為19.63 μm, 突變體(圖2-C)的約為22.49 μm, 即相對(duì)于野生型, 突變體近軸面細(xì)胞長(zhǎng)度增加10%, 達(dá)顯著差異水平; 野生型植株遠(yuǎn)軸面細(xì)胞長(zhǎng)度為20.72 μm, 相應(yīng)的突變體的約為21.01 μm, 比野生型增加1%, 差異不顯著(圖2-D); 野生型與突變體的近軸面細(xì)胞寬度分別為17.08 μm和17.38 μm, 遠(yuǎn)軸面細(xì)胞寬度分別是17.11 μm和18.01 μm (圖2-E), 細(xì)胞寬度變化均不顯著。由此推測(cè), 突變體葉夾角變大可能是由近軸面細(xì)胞變長(zhǎng)導(dǎo)致的。

2.3 基因的精細(xì)定位

日本晴/雜交組合的F1群體正常; F2群體中有2564株正常單株和826株突變單株, 突變單株均表現(xiàn)為散生和葉夾角變大, 卡方檢驗(yàn)(c2=0.73

圖1 突變體s524和野生型的表型觀察

A: 分蘗期野生型, Bar=10 cm; B: 分蘗期突變體, Bar=10 cm; C: 灌漿期野生型, Bar=15 cm; D: 灌漿期突變體, Bar=15 cm; E: 為圖1C和圖1D灌漿期放大的分蘗基部。

A: plant phenotype of the wild type at tillering stage, Bar=10 cm; B: plant phenotype of theat tillering stage, Bar=10 cm; C: plant phenotype of the wild type at filling stage, Bar=15 cm; D: plant phenotype of theat filling stage, Bar=15 cm; E: magnified tiller base at filling stage in Figs. 1C and 1D.

表2 突變體s524與野生型(WT)的農(nóng)藝性狀

**在0.01水平上差異顯著;=10。

**Significant difference at<0.01 by-test;=10.

圖2 近軸面細(xì)胞變長(zhǎng)導(dǎo)致s524葉夾角變大

A: 三葉一心期野生型(WT)和突變體, 箭頭所指為葉枕部位, Bar=10 cm; B, C: 野生型(B)和突變體(C)的葉枕細(xì)胞, Bar=50 μm; D, E: 野生型和突變體近軸端與遠(yuǎn)軸端細(xì)胞長(zhǎng)度(D)和寬度(E)統(tǒng)計(jì)圖。3次生物學(xué)重復(fù);=50。**在0.01水平上差異顯著(測(cè)驗(yàn))。

A: plant phenotype of the wild type(WT) and mutant type at stage with three whole and one under-developing leaf blades, Bar=10 cm; B and C: comparison of the leaf occipital cells of WT(B) andmutant(C), Bar=50 μm; D and E: statistical chart of length (D) and width (E) of the adaxial and abaxial cells in WT and. The experiments are biologically repeated three times and the data are presented as means±SE,=50. ** Significant difference at<0.01 by-test.

2.4 油菜素內(nèi)酯響應(yīng)實(shí)驗(yàn)

油菜素內(nèi)酯(BR)是一種高效的植物生長(zhǎng)調(diào)節(jié)劑, 廣泛存在于花、莖和根部, 生理活性極強(qiáng), 是植物第六大激素, 尤其在單子葉植物葉夾角發(fā)育中具有重要功能[21]。不同植株對(duì)BR的敏感程度不同, 引起的葉夾角變化也不相同。隨著外施24-eBL濃度的升高, 野生型和突變體的葉夾角都隨之變大; 當(dāng)濃度增大至10 μmol L–1時(shí), 野生型的夾角度數(shù)繼續(xù)增大, 而突變體的則保持不變(圖4-A)。在1 μmol L–1濃度下, 突變體葉夾角即達(dá)到最大值, 其葉夾角變化量(?S)為野生型(?B)的60%, 達(dá)極顯著差異水平(圖4-B)。這表明對(duì)BR敏感性降低。

qPCR分析表明, 與野生型相比, BR信號(hào)傳導(dǎo)途徑基因、、和在突變體中的表達(dá)量均極顯著或顯著上調(diào), 其中,在中的表達(dá)量近乎為野生型的10倍; 但BR合成途徑調(diào)控基因和在突變體和野生型之間的表達(dá)變化則未達(dá)到統(tǒng)計(jì)學(xué)差異水平(圖5)。

圖3 LAZY1/S524在水稻第11染色體上的分子定位

圖4 s524葉夾角對(duì)外源BR的敏感性降低

A: 野生型和突變體葉夾角對(duì)激素BR的敏感性檢測(cè); B: 野生型和突變體葉夾角變化。?B和?S分別為1 μmol L–1外源24-eBL處理前后野生型和突變體葉夾角的差值。**在0.01水平上差異顯著(測(cè)驗(yàn))。

A:BR sensitivity tests of the wild type and mutant type; B:comparison of the leaf inclination of WT andmutant. ?B and ?S represent the difference between the angle of the wild type and the mutant respectively, under 1 μmol L–124-eBL treatment. ** Significant difference at< 0.01 by-test.

3 討論

葉夾角和分蘗角是水稻理想株型育種的重要選擇指標(biāo), 本文EMS誘變鑒定了一個(gè)散生且葉夾角變大的突變體, 精細(xì)定位及候選基因分析表明其為的等位突變體。目前已經(jīng)報(bào)道了5個(gè)的等位突變體,在第4外顯子上有8個(gè)堿基的缺失, 導(dǎo)致蛋白質(zhì)翻譯提前終止[5];的開(kāi)放閱讀框則整體丟失[5];、和為T-DNA插入突變體, 在基因內(nèi)部發(fā)生了大片段的插入或/和缺失[6]。突變體僅在第3外顯子區(qū)域發(fā)生一個(gè)堿基的替換, 導(dǎo)致氨基酸的轉(zhuǎn)換, 是一個(gè)弱等位突變體, 其散生性狀與已報(bào)道的等位突變體類似, 但株高、有效穗和穗粒數(shù)等農(nóng)藝性狀無(wú)顯著變化。

突變體除植株散生外, 另一典型特征是葉夾角變大。目前已報(bào)道了[8]、[21]、[22]等多個(gè)葉夾角發(fā)育調(diào)節(jié)基因。其中編碼一個(gè)生長(zhǎng)素氨基合成酶GH3-1, 通過(guò)增加近軸面細(xì)胞的長(zhǎng)度調(diào)控葉夾角大小[8];編碼一個(gè)類VIL3蛋白, 葉枕近軸面上表皮細(xì)胞分裂能力增強(qiáng)導(dǎo)致葉角變大[9];是一個(gè)細(xì)胞周期調(diào)控基因, 表達(dá)量降低致使水稻葉片遠(yuǎn)軸面細(xì)胞數(shù)量減少, 進(jìn)而葉夾角變大[23];的功能缺失會(huì)導(dǎo)致表達(dá)上調(diào)(編碼一個(gè)木葡聚糖內(nèi)糖基轉(zhuǎn)移酶, 是細(xì)胞伸長(zhǎng)過(guò)程中使細(xì)胞壁松弛所必需的酶), 進(jìn)而引起植株葉枕近軸面細(xì)胞膨大使葉夾角增大[22]。與已報(bào)道的突變體類似,葉角處遠(yuǎn)軸面細(xì)胞與野生型相比無(wú)明顯變化, 近軸面細(xì)胞則極顯著變長(zhǎng), 從而導(dǎo)致突變體葉夾角變大。

圖5 與葉夾角相關(guān)BR合成與信號(hào)傳導(dǎo)途徑中的基因在野生型(WT)和突變體s524的表達(dá)分析

基因作為內(nèi)參, 3次生物學(xué)重復(fù)。**在0.01水平上差異顯著; *在0.05水平上差異顯著(測(cè)驗(yàn))。

Comparison of the expression of genes related to leaf angle in BR signalling. Usinggene as a reference and the experiments are biologically repeated three times. ** Significant difference at< 0.01 by-test; * significant difference at<0.05 by-test.

油菜素內(nèi)酯是調(diào)控單子葉植物葉夾角發(fā)育的重要激素。油菜素內(nèi)酯響應(yīng)實(shí)驗(yàn)表明對(duì)BR的敏感性降低, 暗示可能參與BR的信號(hào)傳導(dǎo)途徑。qPCR分析顯示, BR生物合成基因、在和野生型中的表達(dá)差異不顯著, BR信號(hào)傳導(dǎo)基因和在突變體中的表達(dá)量均上調(diào), 進(jìn)一步佐證了通過(guò)BR信號(hào)傳導(dǎo)途徑調(diào)控水稻葉夾角發(fā)育的推測(cè)。

是BR信號(hào)途徑中的早期應(yīng)答基因, 參與和介導(dǎo)的BR信號(hào)傳導(dǎo)通路。抑制的表達(dá)使水稻葉片出現(xiàn)直立的表型, 而過(guò)量表達(dá)該基因則導(dǎo)致葉夾角變大[15]。本研究發(fā)現(xiàn),在突變體中的表達(dá)量與野生型相比升高了近10倍(圖5)。因此推測(cè)可能通過(guò)影響等BR信號(hào)傳導(dǎo)上游通路基因調(diào)控葉枕近軸面細(xì)胞的發(fā)育, 進(jìn)而影響水稻葉夾角的大小。

4 結(jié)論

全生育期均表現(xiàn)葉夾角變大和植株散生, 農(nóng)藝性狀無(wú)顯著變化。葉枕近軸面細(xì)胞變長(zhǎng)是導(dǎo)致突變體葉夾角變大的主要原因。該性狀受單隱性核基因調(diào)控, 定位在第11染色體SSR標(biāo)記RM4746和RM26742之間約324 kb的物理范圍內(nèi)。是的新等位突變體, 在第3外顯子上產(chǎn)生了一個(gè)T到C的堿基替換, 致使第143位氨基酸由野生型的纈氨酸變?yōu)榱送蛔凅w的丙氨酸。對(duì)BR的敏感性降低, 上游途徑基因的表達(dá)上調(diào)了近10倍, 推測(cè)可能通過(guò)影響B(tài)R信號(hào)傳導(dǎo)通路調(diào)控水稻葉夾角的發(fā)育。

[1] Li Z K, Paterson A H, Pinson S R, Stansel J W. RFLP facilitated analysis of tiller and leaf angles in rice (L.)., 1999, 109: 79–84

[2] 錢前, 何平, 滕勝, 曾大力, 朱立煌. 水稻分蘗角度的QTLs分析. 遺傳學(xué)報(bào), 2001, 28: 29–32 Qian Q, He P, Teng S, Zeng D L, Zhu L H. QTLs analysis of tiller angle in rice (L.)., 2001, 28: 29–32 (in Chinese with English abstract)

[3] 余傳元, 劉裕強(qiáng), 江玲, 王春明, 翟虎渠, 萬(wàn)建民. 水稻分蘗角度的QTL定位和主效基因的遺傳分析. 遺傳學(xué)報(bào), 2005, 32: 948–954 Yu C Y, Liu Y Q, Jiang L, Wang C M, Zhai H Q, Wan J M. QTLs mapping and genetic analysis of tiller angle in rice (L.)., 2005, 32: 948–954 (in Chinese with English abstract)

[4] Yu B, Lin Z, Li H, Li X, Li J, Wang Y, Zhang X, Zhu Z, Zhai W, Wang X, Xie D, Sun C., a major quantitative trait locus controlling tiller angle in rice., 2007, 52: 891–898

[5] Li P, Wang Y, Qian Q, Fu Z, Wang M, Zeng D, Li B, Wang X, Li J.controls rice shoot gravitropism through regulating polar auxin transport., 2007, 17: 402–410

[6] Yoshihara T, Lino M. Identification of the gravitropism-related rice geneand elucidation ofdependent and independent gravity signaling pathways., 2007, 48: 678–688

[7] Zhang C, Xu Y Y, Guo S Y, Zhu J Y, Huan Q, Liu H H, Wang L, Luo G Z, Wang X J, Chong K. Dynamics of brassinosteroid response modulated by negative regulator LIC in rice., 2012, 8: e1002686

[8] Zhao S Q, Xiang J J, Xue H W. Studies on the rice LEAF INCLINATION1 (LC1), an IAA-amido synthetase, reveal the effects of auxin in leaf Inclination control., 2013, 6: 174–187

[9] Zhao S Q, Hu J, Guo L B, Qian Q, Xue H W. Rice leaf inclination2, a VIN3-like protein, regulates leaf angle through modulating cell division of the collar., 2010, 20: 935–947

[10] Zhang S N, Wang S K, Xu Y X, Yu C L, Shen C J, Qian Q, Geisler M, Jiang D A, Qi Y H. The auxin response factor, OsARF19, controls rice leaf angles through positively regulating OsGH3-5 and OsBRI1., 2015, 38: 638–654

[11] Wu X R, Tang D, Li M, Wang K J, Cheng Z K. Loose plant architecture 1, an indeterminate domain protein involved in shoot gravitropism, regulates plant architecture in rice., 2013, 161: 317–329

[12] Ning J, Zhang B C, Wang N L, Wang N, Zhou Y H, Xiong L Z. Increased leaf angle 1, a Raf-Like MAPKKK that interacts with a nuclear protein family, regulates mechanical tissue formation in the lamina joint of rice., 2011, 23: 4334–4347

[13] Sang X C, Li Y F, Luo Z K, Ren D Y, Fang L K, Wang N, Zhao F M, Ling Y H, Yang Z L, Liu Y S, He G H. CHIMERIC FLORAL ORGANS1, encoding a monocot-specific MADS box protein, regulates floral organ identity in rice., 2012, 160: 788–807

[14] Porebski S, Bailey L G, Baum B R. Modification of a CTAB DNA extraction protocol for plants containing high polysaccharide and polyphenol components., 1997, 15: 8–15

[15] Tanaka A, Nakagawa H, Tomita C, Shimatani Z, Ohtake M, Nomura T, Jiang C J, Dubouzet J G, Kikuchi S, Sekimoto H, Yokota T, Asami T, Kamakura T, Mori M. BRASSINOSTEROID UPREGULATED1, encoding a helix-loop-helix Protein, is a novel gene involved in brassinosteroid signaling and controls bending of the lamina joint in rice., 2009, 151: 669–680

[16] Bai M Y, Zhang L Y, Gampala S S, Zhu S W, Song W Y, Chong K, Wang Z Y. Functions ofand 14-3-3 proteins in brassinosteroid signaling in rice., 2007, 104: 13839–13844

[17] Zhang L Y, Bai M Y, Wu J, Zhu J Y, Wang H, Zhang Z, Wang W, Sun Y, Zhao J, Sun X, Yang H, Xu Y, Kim S H, Fujioka S, Lin W H, Chong K, Lu T, Wang Z Y. Antagonistic HLH/bHLH transcription factors mediate brassinosteroid regulation of cell elongation and plant development in rice and arabidopsis., 2009, 21: 3767–3780

[18] Hu X M, Qian Q, Xu T, Zhang Y E, Dong G J, Gao T, Xie Q, Xue Y B. The U-box E3 ubiquitin ligase TUD1 functions with a heterotrimeric G α subunit to regulate brassinosteroid-mediated growth in rice., 2013, 9: e1003391

[19] Sakamoto T, Morinaka Y, Ohnishi T, Sunohara H, Fujioka S, Ueguchi-Tanaka M, Mizutani M, Sakata K, Takatsuto S, Yoshida S, Tanaka H, Kitano H, Matsuoka M. Erect leaves caused by brassinosteroid deficiency increase biomass production and grain yield in rice., 2006, 24: 105–109

[20] Hong Z, Ueguchi-Tanaka M, Umemura K, Uozu S, Fujioka S, Takatsuto S, Yoshida S, Ashikari M, Kitano H, Matsuok M. A rice brassinosteroid-deficient mutant,, is caused by a loss of function of a new member of cytochrome p450., 2003, 15: 2900–2910

[21] Sun S, Chen D, Li X, Qiao S, Shi C, Li C, Shen H, Wang X. Brassinosteroid signaling regulates leaf erectness invia the control of a specific U-type cyclin and cell proliferation., 2015, 34: 220–228

[22] Duan K, Li L, Hu P, Xu S P, Xu Z H, Xue H W. A brassinolide- suppressed rice MADS-box transcription factor,, has a negative regulatory role in BR signaling., 2006, 47: 519–531

[23] Sakamoto T, Morinaka Y, Inukai Y, Kitano H, Fujioka S. Auxin signal transcription factor regulates expression of the brassinosteroid receptor gene in rice., 2013, 73: 676–688

Regulates Development of Rice Leaf Angle through Brassinolide Pathway

ZHANG Xiao-Qiong, WANG Xiao-Wen, TIAN Wei-Jiang, ZHANG Xiao-Bo, SUN Ying, LI Yang-Yang, XIE Jia, HE Guang-Hua, and SANG Xian-Chun*

Rice Research Institute of Southwest University / Chongqing Key Laboratory of Application and Safety Control of Genetically Modified Crops, Chongqing 400716, China

The angle of rice leaf, as an important agronomic trait, influences leaf area index and yield in rice. Leaf angle mutant identification is of significant importance in rice breeding based on ideal plant architecture. A mutant, derived from the progeny of EMS-treatedrice Xida 1B, showed significantly larger leaf angle than the wild type. At tillering stage, the tiller angle and leaf angle ofincreased and the whole plant crept, while the wild type in whole growth period maintained relatively compact phenotype. Longitudinal sections of the epidermis of pulvinus showed that the enlarged leaf angle of the mutant was mainly due to the much-elongated adaxial cells. The main agronomic traits ofdid not change significantly compared with those of the wild-type. Genetic analysis suggested that the mutational traits were controlled by a recessive nuclear gene, which was finely mapped between SSR markers RM4746 and RM26742 on chromosome 11 with a physical distance of 324 kb.in the restricted region regulates rice tiller angle development. Sequencing revealed that a base substitution from T to C occurred on the third exon of, leading to the amino acid change from valine to alanine at 143th protein sequence. Hormone treatment test indicated that BR sensitivity was reduced in. Quantitative analysis demonstrated that the expression of BR signaling related genewas obviously up-regulated. The previous study showed that over-expression ofcould enlarge rice leaf angle. Our research suggests thatmay regulate the development of leaf angle through BR conduction pathway.

Rice (L.); Tiller angle;;Signal transduction of brassinolide (BR);

10.3724/SP.J.1006.2017.01767

本研究由中央高?；究蒲袠I(yè)務(wù)費(fèi)(XDJK2015C117)和重慶市基礎(chǔ)科學(xué)與前沿技術(shù)研究(一般)項(xiàng)目(cstc2015jcyjA1517)資助。

This study was supported by the Fundamental Research Funds for the Central Universities (XDJK2015C117) and Chongqing Research Program of Basic Research and Frontier Technology (cstc2015jcyjA1517).

桑賢春, E-mail: sangxianchun@163.com

E-mail: zxq1964265210@163.com

2017-04-05; Accepted(接受日期): 2017-07-23; Published online(網(wǎng)絡(luò)出版日期): 2017-08-07.

http://kns.cnki.net/kcms/detail/11.1809.S.20170807.1537.002.html