管純一,馬旭,夏紅飛
(1. 國家衛(wèi)生計(jì)生委科學(xué)技術(shù)研究所,北京 100081;2. 北京協(xié)和醫(yī)學(xué)院,北京 100730)
妊娠糖尿病(Gestational diabetes mellitus,GDM)發(fā)病率逐年上升,已成為威脅母嬰健康的重要疾病之一[1]。已有文獻(xiàn)報(bào)道,患有GDM的孕婦,孕中期羊水中胰島素水平升高,圍生兒易發(fā)高胰島素血癥,高濃度胰島素會(huì)增加新生兒肥胖和糖尿病的發(fā)生幾率[2]。隨著社會(huì)發(fā)展,我國的飲食結(jié)構(gòu)也發(fā)生了巨大變化,肥胖人群日益增加,胎盤作為重要的營養(yǎng)器官,如其暴露在高脂環(huán)境發(fā)生胰島素抵抗,會(huì)造成胎盤內(nèi)環(huán)境中糖類代謝和激素的變化,進(jìn)而對胎兒生長發(fā)育產(chǎn)生影響。但胎盤來源的細(xì)胞是否會(huì)發(fā)生胰島素抵抗尚不十分清楚,因而研究胎盤細(xì)胞是否發(fā)生胰島素抵抗,對闡明GDM的發(fā)生機(jī)制及胎兒異常發(fā)育的原因十分必要。棕櫚酸是游離脂肪酸中最主要的飽和脂肪酸,能夠誘導(dǎo)肝細(xì)胞、骨骼肌和心肌細(xì)胞等發(fā)生胰島素抵抗[3-5],被認(rèn)為是胰島β細(xì)胞脂毒性的主要分子,目前廣泛地應(yīng)用于糖脂毒性研究[6],故選為構(gòu)建胰島素抵抗模型的誘導(dǎo)因子。因?yàn)橐葝u素抵抗的臨床研究有極大的局限性,本實(shí)驗(yàn)選用人絨毛滋養(yǎng)層細(xì)胞,通過建立穩(wěn)定的由棕櫚酸誘導(dǎo)的胰島素抵抗模型,為今后GMD的分子機(jī)制研究提供了有效的體外細(xì)胞研究模型。
1. 人胎盤絨毛滋養(yǎng)層細(xì)胞(HTR8-S/Vneo):由加拿大Graham等人建立,使用RPMI-1640培養(yǎng)基(含10%血清)培養(yǎng),將培養(yǎng)瓶置于5%CO2、37℃細(xì)胞培養(yǎng)箱,待細(xì)胞生長至90%左右時(shí),用0.25%的胰蛋白酶消化,1/2傳代繼續(xù)培養(yǎng);1/2種于培養(yǎng)板,待細(xì)胞生長至對數(shù)生長期進(jìn)行實(shí)驗(yàn)。
2. 棕櫚酸(Sigma,美國,P5585-25G)0.027 g溶于0.1 N NaOH 1 ml,70℃水浴,配得1 nmol/L母液。
3. 胰島素(Sigma,美國,I4011-50MG)蒸餾水配成10 mmol/L母液,1:100稀釋使用。
4. 蒽酮(Sigma,美國,319899-25G)0.05 g蒽酮溶于25 ml 98%濃硫酸,現(xiàn)用現(xiàn)配。
1. 細(xì)胞處理和細(xì)胞增殖檢測:實(shí)驗(yàn)分為對照組、棕櫚酸組和胰島素組。將HTR8-S/Vneo細(xì)胞接種到96孔板,培養(yǎng)24 h,待細(xì)胞密度達(dá)到孔板面積的80%時(shí),棕櫚酸組加入不同濃度的棕櫚酸處理(0.125、0.25、0.5、0.8、1.0 mmol/L),胰島素組加入不同濃度的胰島素處理(20、40、60、80、100 nmol/L),對照組用完全培養(yǎng)基培養(yǎng)。24 h后,用MTT法檢測細(xì)胞增殖情況。稀釋5 mg/ml的MTT(sigma,美國,M2128-100MG)母液至0.5 mg/ml,加入96孔板,避光2 h后棄液,加入200 μl二甲基亞砜(Sigma,美國,D2650-100 ml)用酶標(biāo)儀(Bioteck,美國,Gen5,=562 nm)檢測吸光度(OD),取3孔的OD平均數(shù)值。
2. 細(xì)胞葡萄糖攝取量和消耗量檢測:實(shí)驗(yàn)分為對照組、胰島素組、棕櫚酸組和棕櫚酸-胰島素協(xié)同處理組。將HTR8-S/Vneo細(xì)胞接種至12孔板,培養(yǎng)24 h,待細(xì)胞密度達(dá)到孔板面積的80%時(shí),棕櫚酸組和棕櫚酸-胰島素協(xié)同處理組加入0.125 mmol/L棕櫚酸,培養(yǎng)24 h后,胰島素組加入100 nmol/L胰島素,棕櫚酸-胰島素協(xié)同處理組同時(shí)加入0.125 mmol/L棕櫚酸和100 nmol/L胰島素,分別培養(yǎng)12、18、24、36 h,用葡萄糖檢測試劑盒(Sigma,美國,GAGO20-1KT)檢測12、18、24、36 h時(shí)培養(yǎng)基的葡萄糖濃度。使用酶標(biāo)儀(Bioteck,美國,Gen5,=540 nm)檢測吸光度(OD),葡萄糖濃度(mg)=(OD值×0.05)/0.05標(biāo)準(zhǔn)品OD值,重復(fù)3次。葡萄糖消耗量=培養(yǎng)基葡萄糖含量-所測葡萄糖濃度。
3. 細(xì)胞內(nèi)總糖量的檢測:收集葡萄糖攝取量實(shí)驗(yàn)中12孔板內(nèi)細(xì)胞,使用蒽酮法檢測細(xì)胞內(nèi)總糖量。用PBS清洗3遍孔板,胰酶消化細(xì)胞,800 r/min離心3 min,棄液,加60 μl堿溶液,取30 μl用BCA法檢測蛋白濃度后,沸水浴20 min,冷卻至室溫,每管加入0.5 ml蒽酮,沸水浴5 min,冷卻至室溫后取200 μl加入96孔板,用酶標(biāo)儀(Bioteck,美國,Gen5,=630 nm)檢測吸光度(OD),重復(fù)3次。根據(jù)標(biāo)準(zhǔn)曲線算得數(shù)值。
采用GraphPad Prism 6軟件進(jìn)行統(tǒng)計(jì)學(xué)分析,使用t檢驗(yàn)和方差分析進(jìn)行數(shù)據(jù)處理,P<0.05為差異有統(tǒng)計(jì)學(xué)意義。
通過MTT法檢測發(fā)現(xiàn),棕櫚酸濃度在0.25~1.0 mmol/L時(shí),棕櫚酸組與對照組相比,細(xì)胞活性差異有統(tǒng)計(jì)學(xué)意義(P<0.05);而棕櫚酸濃度為0.125 mmol/L時(shí),與對照組相比無統(tǒng)計(jì)學(xué)差異(P>0.05),證明該濃度下棕櫚酸對細(xì)胞活性影響較小,0.125 mmol/L可作為最適棕櫚酸處理濃度(圖1)。
與對照組比較,*P<0.05,**P<0.01圖1 不同濃度棕櫚酸對HTR8-S/Vneo細(xì)胞的增殖作用
通過MTT法檢測發(fā)現(xiàn),胰島素濃度在0~60 nmol/L時(shí),與對照組相比,細(xì)胞活性差異有統(tǒng)計(jì)學(xué)意義(P<0.05);而胰島素濃度為100 nmol/L時(shí),與對照組相比無統(tǒng)計(jì)學(xué)差異(P>0.05),較為接近對照組,證明該濃度下胰島素對細(xì)胞活性影響較小,100 nmol/L可作為最適處理濃度(圖2)。
與對照組比較,*P<0.05圖2 不同濃度胰島素對HTR8-S/Vneo細(xì)胞的增殖作用
葡萄糖檢測試劑盒(GO)分析細(xì)胞培養(yǎng)基中葡萄糖濃度和葡萄糖的消耗量(圖3和圖4),發(fā)現(xiàn)與對照組相比,胰島素處理后,細(xì)胞培養(yǎng)基中葡萄糖含量有下降趨勢,葡萄糖的消耗量有增加的趨勢,尤其在12 h和18 h,存在顯著性差異(P<0.01);棕櫚酸處理對細(xì)胞培養(yǎng)基中葡萄糖濃度和葡萄糖的消耗量沒有顯著影響(P>0.05)。胰島素刺激后棕櫚酸處理,與單獨(dú)胰島素刺激相比,能在24 h(P<0.001)和36 h(P<0.05)顯著增加細(xì)胞培養(yǎng)基中葡萄糖濃度和降低葡萄糖的消耗量。
相互比較,*P<0.05,**P<0.01,***P<0.001圖3 不同培養(yǎng)時(shí)間HTR8-S/Vneo細(xì)胞上清液中葡萄糖含量
相互比較,*P<0.05,**P<0.01,***P<0.001圖4 不同培養(yǎng)時(shí)間HTR8-S/Vneo細(xì)胞葡萄糖的消耗量
用蒽酮法檢測細(xì)胞內(nèi)總糖含量發(fā)現(xiàn)(圖5),與對照組相比,胰島素處理18 h(P<0.05)、24 h(P<0.001)和36 h(P<0.01),細(xì)胞內(nèi)的總糖量顯著增加。不同時(shí)間段棕櫚酸組與對照組相比,總糖量沒有顯著性變化。與單獨(dú)棕櫚酸組相比,在12 h和18 h時(shí),棕櫚酸-胰島素協(xié)同處理組顯著降低細(xì)胞內(nèi)的總糖量(P<0.05),但在24 h和36 h時(shí),兩者沒有顯著差異。與單獨(dú)胰島素組相比,在12 h和18 h時(shí),棕櫚酸-胰島素協(xié)同處理組對細(xì)胞內(nèi)的總糖量沒有顯著影響,但在24 h(P<0.01)和36 h(P<0.001)時(shí),棕櫚酸-胰島素協(xié)同處理組顯著降低細(xì)胞內(nèi)的總糖量,其結(jié)果與葡萄糖消耗量實(shí)驗(yàn)結(jié)果基本相一致。
A:標(biāo)準(zhǔn)曲線;B:細(xì)胞總糖量測定;相互比較,*P<0.05,**P<0.01,***P<0.001圖5 不同處理時(shí)間HTR8-S/Vneo細(xì)胞總糖量的變化
胰島素抵抗是指靶器官對正常濃度的胰島素反應(yīng)不足,表現(xiàn)為外周組織對葡萄糖的攝取和利用障礙,是Ⅱ型糖尿病的發(fā)病原因之一[7]。在導(dǎo)致胰島素抵抗發(fā)生的假說中,炎癥假說近年來備受關(guān)注[8],其中,由棕櫚酸誘導(dǎo)中產(chǎn)生脂肪因子作為炎癥因子,是否會(huì)引起胎盤的胰島素抵抗作用,誘發(fā)妊娠糖尿病,是本實(shí)驗(yàn)關(guān)注的重點(diǎn)。
近年來,棕櫚酸與胰島素通路之間的作用備受關(guān)注。Pardo等[9]發(fā)現(xiàn)在肝細(xì)胞中,棕櫚酸濃度引發(fā)早期激活內(nèi)質(zhì)網(wǎng)(ER)與壓力相關(guān)的激酶,使凋亡細(xì)胞的比例增加,下調(diào)IR/IRS1/Akt胰島素通路。Mayer等[10]也提出棕櫚酸調(diào)控胰島素活動(dòng),棕櫚酸減少會(huì)刺激胰島素Akt Ser473磷酸化。棕櫚酸造成胰島素信號(hào)通路缺陷[11-12],而引起胰島素抵抗,在肝細(xì)胞和骨骼肌細(xì)胞均有文獻(xiàn)報(bào)道[13-15],但在HTR8-S/Vneo細(xì)胞中,尚未有棕櫚酸誘導(dǎo)胰島素抵抗模型的報(bào)道。本實(shí)驗(yàn)通過構(gòu)建穩(wěn)定的棕櫚酸誘導(dǎo)的胰島素抵抗模型,可為胎盤中棕櫚酸與胰島素間的相關(guān)功能研究提供便利。
由于棕櫚酸和胰島素長時(shí)間處理都會(huì)影響細(xì)胞活性,為避免由于細(xì)胞活性改變導(dǎo)致的葡萄糖消耗量改變,我們分析了棕櫚酸和胰島素處理后細(xì)胞活性不變的最佳濃度。我們選取HTR8-S/Vneo為研究對象,用不同濃度的棕櫚酸和胰島素處理細(xì)胞,并使用MTT法檢測細(xì)胞增殖,判斷細(xì)胞活性。發(fā)現(xiàn)在棕櫚酸濃度為0.125 mmol/L和胰島素濃度為100 nmol/L時(shí),對細(xì)胞毒性最小,基本不影響細(xì)胞增值,最接近體內(nèi)環(huán)境,故選做實(shí)驗(yàn)處理濃度。馮沖等[16]實(shí)驗(yàn)選擇胰島素濃度時(shí)未對細(xì)胞活力進(jìn)行限定。
本實(shí)驗(yàn)分別使用棕櫚酸和胰島素兩種誘因誘導(dǎo)形成胰島素抵抗模型。胰島素誘導(dǎo)的胰島素抵抗模型,HTR8-S/Vneo細(xì)胞對胰島素敏感(P<0.05),胰島素組葡萄糖消耗量及細(xì)胞總糖量相較對照組有顯著差異(P<0.05),在36 h時(shí)仍未出現(xiàn)抑制葡萄糖消耗和糖類生成的促進(jìn)作用。本研究中,在12 h、18 h時(shí),棕櫚酸組細(xì)胞內(nèi)總糖量顯著低于棕櫚酸-胰島素協(xié)同處理組(P<0.05),到了24 h和36 h,棕櫚酸處理組和棕櫚酸-胰島素協(xié)同處理組間顯著差異消失(P>0.05),且胰島素組的葡萄糖消耗量和細(xì)胞總糖量顯著高于棕櫚酸-胰島素協(xié)同處理組(P<0.05)。說明該條件下細(xì)胞已對胰島素產(chǎn)生耐受,并可維持一段時(shí)間。已有文獻(xiàn)報(bào)道棕櫚酸影響胰島素信號(hào)傳導(dǎo)[17-19],長時(shí)間暴露于棕櫚酸會(huì)損害胰島素激活,從而解釋了加入棕櫚酸后,與胰島素處理組相比趨勢明顯緩和,與本實(shí)驗(yàn)結(jié)果相一致。
馮沖等[16]檢測發(fā)現(xiàn)在HTR8-S/Vneo細(xì)胞中48 h形成胰島素抵抗,而本實(shí)驗(yàn)中,經(jīng)棕櫚酸誘導(dǎo)的HTR8-S/Vneo細(xì)胞在24 h已表現(xiàn)出胰島素不敏感,葡萄糖消耗量和總糖量無明顯變化,并在36 h時(shí)持續(xù)作用。這可能是由于我們使用的處理系統(tǒng)不一樣,馮沖等[16]使用單純胰島素處理細(xì)胞,而我們選擇了具有胰島脂毒性的棕櫚酸與胰島素協(xié)同處理細(xì)胞,由于棕櫚酸的脂毒性作用誘導(dǎo)胰島素通路變化,使胰島素抵抗提前發(fā)生[20-21]。我們結(jié)果也顯示在36 h單獨(dú)胰島素處理未形成胰島素抵抗,與馮沖等[16]的結(jié)果一致。這提示了單獨(dú)的胰島素處理細(xì)胞需要更長的時(shí)間產(chǎn)生胰島素抵抗,而棕櫚酸-胰島素協(xié)同處理大大縮短了細(xì)胞出現(xiàn)胰島素抵抗的時(shí)間,這種胰島素抵抗模型更適合用于瞬時(shí)轉(zhuǎn)染外源基因,檢測外源基因?qū)σ葝u素抵抗的影響。
由此我們得出,棕櫚酸胰島素抵抗模型的建立依賴于反應(yīng)時(shí)間,在0.125 mmol/L棕櫚酸與胰島素協(xié)同處理24 h時(shí),誘發(fā)HTR8-S/Vneo細(xì)胞形成胰島素抵抗,成功建立棕櫚酸誘導(dǎo)的人絨毛滋養(yǎng)層細(xì)胞胰島素抵抗模型。
[1] Alfadhli EM. Gestational diabetes mellitus[J]. Saudi Med J,2015,36:399-406.
[2] D’Anna R,Baviera G,Cannata ML,et al. Midtrimester amniotic fluid leptin and insulin levels and subsequente gestational diabetes[J]. Gynecol Obstet Invest,2007,64:65-68.
[3] Pardo V,González-Rodríguez,Muntané J,et al. Role of hepatocyte S6K1 in palmitic acid-induced endoplasmic reticulum stress,lipotoxicity,insulin resistance and in oleic acid-induced protection[J]. Food Chem Toxicol,2015,80:298-309.
[4] Kwak HJ,Choi HE,Cheon HG. 5-LO inhibition ameliorates palmitic acid-induced ER stress,oxidative stress and insulin resistance via AMPK activation in murine myotubes[J]. Sci Rep,2017,7:5025.
[5] Talukder MA,Preda M,Ryzhova L,et al. Heterozygous caveolin-3 mice show increased susceptibility to palmitate-induced insulin resistance[J]. Physiol Rep,2016,4.pii:e12736.
[6] Poitout V,Robertson RP. Glucolipotoxicity:fuel excess and beta-cell dysfunction[J]. Endocr Rev,2007,29:351-366.
[7] Postic C,Girard J. The role of the lipogenic pathway in the development of hepatic steatosis[J]. Diabetes Metab,2008,34:643-648.
[8] Lee BC,Lee J. Cellular and molecular players in adipose tissue inflammation in the development of obesity-induced insulin resistance[J]. Biochim Biophys Acta,2014,1842:446-462.
[9] Pardo V,González-Rodríguez,Muntané J,et al. Role of hepatocyte S6K1 in palmitic acid-induced endoplasmic reticulum stress,lipotoxicity,insulin resistance and in oleic acid-induced protection[J]. Food Chem Toxicol,2015,80:298-309.
[10] Mayer CM,Belsham DD. Palmitate attenuates insulin signaling and induces endoplasmic reticulum stress and apoptosis in hypothalamic neurons:rescue of resistance and apoptosis through adenosine 5′ monophosphate-activated protein kinase activation[J]. Endocrinology,2010,151:576-585.
[11] Basak S,Das MK,Srinivas V,et al. The interplay between glucose and fatty acids on tube formation and fatty acid uptake in the first trimester trophoblast cells,HTR8/SVneo[J]. Mol Cell Biochem,2015,401:11-19.
[12] Bhattacharjee S,Das N,Mandala A,et al. Fenofibrate reverses palmitate induced impairment in glucose uptake in skeletal muscle cells by preventing cytosolic ceramide accumulation[J]. Cell Physiol Biochem,2015,37:1315-1318.
[13] Wojtaszewski JF,Hansen BF,Kiens B,et al. Insulin signaling in human skeletal muscle:time course and effect of exercise[J]. Diabetes,1997,46:1775-1781.
[14] Sajan MP,F(xiàn)arese RV. Insulin signaling in hepatocytes of humans with type 2 diabetes:excessive production and activity of protein kinase C-1(PKC-1)and dependent processes and reversal by PKC-1 inhibitors[J]. Diabetologia,2012,55:1446-1457.
[15] Jung TW,Lee KT,Lee MW,et al. SIRT1 attenuates palmitate-induced endoplasmic reticulum stress and insulin resistance in HepG2 cells via induction of oxygen-regulated protein 150[J]. Biochem Biophys Res Commun,2012,422:229-232.
[16] 馮沖,金鎮(zhèn),范潔慧,等.人胎盤滋養(yǎng)細(xì)胞HTR-8/SVneo胰島素抵抗模型的建立[J].中國優(yōu)生與遺傳雜志,2016,24:49-51.
[17] Ricchi M,Odoardi MR,Carulli L,et al. Differential effect of oleic and palmitic acid on lipid accumulation and apoptosis in cultured hepatocytes[J]. J Gastroenterol Hepatol,2009,24:830-840.
[18] Talbot NA,Wheeler-Jones CP,Cleasby ME. Palmitoleic acid prevents palmitic acid-induced macrophage activation and consequent p38 MAPK-mediated skeletal muscle insulin resistance[J]. Mol Cell Endocrinol,2014,393:129-142.
[19] Ishii M,Maeda A,Tani S,et al. Palmitate induces insulin resistance in human HepG2 hepatocytes by enhancing ubiquitination and proteasomal degradation of key insulin signaling molecules[J]. Arch Biochem Biophys,2015,566:26-35.
[20] Achard CS,Laybutt DR. Lipid-induced endoplasmic reticulum stress in liver cells results in two distinct outcomes:adaptation with enhanced insulin signaling or insulin resistance[J]. Endocrinology,2012,153:2164-2177.
[21] 張麗,高聆,梁軍,等. 棕櫚酸對胰島的脂毒性及非諾貝特的保護(hù)作用[J]. 中華內(nèi)分泌代謝雜志. 2005,21:155-158.