辣椒突變體庫(kù)的構(gòu)建及突變?nèi)后w表型變異分析

周書(shū)棟，楊博智，歐立軍，劉周斌，呂俊恒，馬艷青*，鄒學(xué)校

(1.湖南農(nóng)業(yè)大學(xué)園藝園林學(xué)院，湖南 長(zhǎng)沙 410128；2.湖南省農(nóng)業(yè)科學(xué)院蔬菜研究所，湖南 長(zhǎng)沙 410125；3.湖南大學(xué)隆平分院，湖南 長(zhǎng)沙 410008)

辣椒突變體庫(kù)的構(gòu)建及突變?nèi)后w表型變異分析

周書(shū)棟1,2，楊博智2，歐立軍2，劉周斌3，呂俊恒3，馬艷青2*，鄒學(xué)校2

(1.湖南農(nóng)業(yè)大學(xué)園藝園林學(xué)院，湖南 長(zhǎng)沙 410128；2.湖南省農(nóng)業(yè)科學(xué)院蔬菜研究所，湖南 長(zhǎng)沙 410125；3.湖南大學(xué)隆平分院，湖南 長(zhǎng)沙 410008)

選用辣椒自交系‘6421’作為構(gòu)建突變體庫(kù)的試驗(yàn)材料，分析甲基磺酸乙酯(EMS)處理對(duì)辣椒種子萌發(fā)和幼苗生理特性的影響，確定適宜的EMS誘變濃度，在此基礎(chǔ)上構(gòu)建辣椒突變體庫(kù)，并對(duì)突變體庫(kù)中突變?nèi)后w的表型變異進(jìn)行分析。結(jié)果表明：EMS質(zhì)量分?jǐn)?shù)為1.0%時(shí)，辣椒種子發(fā)芽率和幼苗成活率分別為41.01%和49.32%，接近半致死劑量，且該濃度下辣椒幼苗中超氧化物歧化酶(SOD)、過(guò)氧化物酶(POD)和過(guò)氧化氫酶(CAT)活性均達(dá)最大值，分別為246.45 U/g、33.99 U/g和158.10 U/(g·min)，丙二醛(MDA)含量為對(duì)照的1.85倍；初步構(gòu)建了含有562個(gè)家系辣椒突變體庫(kù)，突變類型可歸納為葉、莖稈、果實(shí)、育性、生育期等5個(gè)類別，突變植株數(shù)分別占總突變植株數(shù)的12.73%、21.56%、6.92%、45.33%和13.46%。

辣椒；甲基磺酸乙酯；半致死劑量；突變體庫(kù)

辣椒(Capsicum annuum L.)是一種重要的蔬菜作物，適應(yīng)性強(qiáng)，栽培區(qū)域廣泛，營(yíng)養(yǎng)豐富，深受人們的喜愛(ài)。據(jù)統(tǒng)計(jì)，近年來(lái)中國(guó)辣椒產(chǎn)業(yè)發(fā)展迅速，辣椒種植面積基本穩(wěn)定在150 ~ 200萬(wàn)hm2，居蔬菜種植面積首位[1]。辣椒以自交為主，繁殖系數(shù)大，雜種優(yōu)勢(shì)普遍存在，育種上常采用雜交育種的方式選育新品種，但由于常規(guī)雜交育種僅能進(jìn)行基因間的重組，缺少新基因的參與，使得辣椒遺傳背景較狹窄。采用誘變處理方法構(gòu)建辣椒突變體庫(kù)，可在原有遺傳背景基本不變的情況下改變辣椒染色體或基因結(jié)構(gòu)，使之出現(xiàn)新的性狀，在短時(shí)間內(nèi)獲得大量的變異材料，是創(chuàng)制辣椒新資源、新品種和開(kāi)展遺傳研究的有效途徑。

甲基磺酸乙酯(EMS)是當(dāng)今使用效果較好的化學(xué)誘變劑，具有操作簡(jiǎn)便、突變頻率高、染色體畸變少、易于篩選等優(yōu)點(diǎn)[2]，現(xiàn)已成功地應(yīng)用于擬南芥[3]、水稻[4]、玉米[5]、高粱[6]、大豆[7]、番茄[8]等多種作物的誘變育種，在候選基因功能分析等方面發(fā)揮了重要作用。已有不少研究者采用EMS誘變處理辣椒種子獲得了突變體植株，但其研究?jī)?nèi)容主要集中于優(yōu)化EMS誘導(dǎo)濃度以及對(duì)M1或M2群體表型進(jìn)行觀察，目前尚少有成功構(gòu)建辣椒突變體庫(kù)的報(bào)道[9–12]。

本研究中以中國(guó)辣椒核心種質(zhì)資源‘6421’為材料，通過(guò)分析不同濃度的EMS處理對(duì)辣椒種子萌發(fā)及幼苗生理指標(biāo)的影響，確定適宜的誘變方案，并構(gòu)建突變體庫(kù)，同時(shí)按照突變?nèi)后w的表型變異特點(diǎn)進(jìn)行分類統(tǒng)計(jì)，旨在為辣椒功能基因組學(xué)研究和辣椒新種質(zhì)資源創(chuàng)制與新品種選育提供材料。

1 材料與方法

1.1 材料

供試?yán)苯贩N子‘6421’，由湖南省農(nóng)業(yè)科學(xué)院蔬菜研究所提供；EMS誘變劑由美國(guó)Sigma公司生產(chǎn)，用pH 7.0的磷酸緩沖液稀釋配制；其余試劑均購(gòu)自國(guó)藥集團(tuán)化學(xué)試劑有限公司。

1.2 方法

1.2.1 EMS誘變處理種子

選取飽滿辣椒種子1 000粒，分成5組，每組200粒，室溫下浸種12 h后，將種子分別浸入質(zhì)量分?jǐn)?shù)為0.2%、0.4%、0.6%、0.8%、1.0%、1.2%和1.4%的EMS溶液中4 h，整個(gè)過(guò)程于小搖床上進(jìn)行。處理完畢后棄去EMS溶液，流水下沖洗種子4 h，徹底去除殘留的 EMS溶液，將處理后的種子用吸水紙吸去表面水分。用5%的Na2S2O3溶液處理EMS廢液以及試驗(yàn)過(guò)程中所用的器皿。以蒸餾水浸泡的種子為對(duì)照。試驗(yàn)重復(fù)3次。

1.2.2 EMS誘變處理對(duì)種子萌發(fā)的影響

將誘變處理后的種子和對(duì)照種子放入鋪有濾紙的培養(yǎng)皿內(nèi)，(28±1) ℃黑暗培養(yǎng)，適時(shí)補(bǔ)水，第14 天測(cè)定各處理的種子發(fā)芽率(種子發(fā)芽粒數(shù)與供試種子數(shù)的百分比)[11]。將誘變處理后的種子和對(duì)照種子播種于72孔塑料穴盤(pán)中，30 d后統(tǒng)計(jì)幼苗成活率(成活幼苗數(shù)與供試種子數(shù)的百分比)。試驗(yàn)重復(fù)3次。

1.2.3 EMS誘變處理對(duì)辣椒幼苗活力的影響

待幼苗生長(zhǎng)至4葉1心時(shí)，隨機(jī)采取各處理植株上的真葉，參照李合生[13]的方法對(duì)葉片中超氧化物歧化酶(SOD)、過(guò)氧化物酶(POD)、過(guò)氧化氫酶(CAT)活性以及丙二醛(MDA)含量進(jìn)行測(cè)定。SOD活性測(cè)定采用氮藍(lán)四唑法；POD活性測(cè)定采用愈創(chuàng)木酚法；CAT活力測(cè)定采用紫外吸收法；MDA含量測(cè)定采用硫代巴比妥酸法。試驗(yàn)重復(fù)3次。

1.2.4 突變體庫(kù)的構(gòu)建

播種10 000粒經(jīng)半致死濃度處理后的辣椒種子和200粒對(duì)照種子至塑料大棚中，單株自交留種后收種。每個(gè)單株所收獲的種子為1個(gè)家系，即M1家系；隨機(jī)選取500個(gè)M1家系，每個(gè)家系種植15株辣椒。植株生長(zhǎng)期間，觀察對(duì)照植株和突變?nèi)后w生長(zhǎng)情況，篩選突變體，并按株系收獲 M2種子。對(duì)于未觀察到突變的株系不予保留。播種 M2代突變株系種子至大棚中，每個(gè)家系種植 10株，對(duì)突變性狀能夠穩(wěn)定遺傳的突變體進(jìn)行單株留種，得M3代群體。繼續(xù)播種M3代突變株系種子，單株收種能穩(wěn)定遺傳的 M4代突變體。將種子保存于湖南省農(nóng)業(yè)科學(xué)院蔬菜研究所種質(zhì)資源庫(kù)中，按照突變?nèi)后w的表型變異特點(diǎn)進(jìn)行分類、統(tǒng)計(jì)。

1.2.5 數(shù)據(jù)分析

采用Excel 2003進(jìn)行均值和標(biāo)準(zhǔn)偏差的計(jì)算；采用SPSS 13.0軟件進(jìn)行多重比較。

2 結(jié)果與分析

2.1 EMS處理對(duì)辣椒種子萌發(fā)和辣椒幼苗活力的影響

由表1可知，辣椒種子發(fā)芽率和幼苗成活率均隨 EMS質(zhì)量分?jǐn)?shù)的增大而呈下降的趨勢(shì)，表明EMS處理抑制了辣椒種子的發(fā)芽和出苗。EMS質(zhì)量分?jǐn)?shù)為0.2%~0.6%時(shí)，辣椒種子處理組和對(duì)照組之間的發(fā)芽率和幼苗成活率差異不顯著，但當(dāng)濃度進(jìn)一步升高時(shí)，種子發(fā)芽率和幼苗成活率均顯著下降。EMS質(zhì)量分?jǐn)?shù)為1.0%時(shí)，種子發(fā)芽率和幼苗成活率分別為41.01%和49.32%，接近半致死劑量。

表1 EMS處理下辣椒種子的萌發(fā)效果和幼苗的主要生理指標(biāo)Table 1 EMS treatment on seeds germination and some biochemical indexes of seedlings with EMS treatment

隨著EMS質(zhì)量分?jǐn)?shù)的增加，抗氧化物酶SOD、POD和CAT酶活性先升高后降低，而MAD含量一直表現(xiàn)為增加的趨勢(shì)。EMS質(zhì)量分?jǐn)?shù)為1.0%時(shí)，SOD、POD和 CAT活性均達(dá)到最大值，分別為246.45 U/g、33.99 U/g和158.10 U/(g·min)，與對(duì)照相比，增幅分別為50.62%、72.45%和100.53%。當(dāng)EMS質(zhì)量分?jǐn)?shù)增加至1.4%時(shí)，3種酶的酶活性均下降至與對(duì)照植株無(wú)顯著差異的水平。EMS質(zhì)量分?jǐn)?shù)為1.0%時(shí)，MDA含量為對(duì)照的1.85倍，當(dāng)EMS質(zhì)量分?jǐn)?shù)增至1.4%時(shí)，MDA積累達(dá)40.46 nmol/mg，為對(duì)照的1.97倍。

綜合分析不同質(zhì)量分?jǐn)?shù)的EMS誘變處理對(duì)種子萌發(fā)和幼苗生理指標(biāo)的影響，選擇1.0%作為建立辣椒突變體庫(kù)的適宜處理質(zhì)量分?jǐn)?shù)。

2.2 突變體庫(kù)的構(gòu)建

由表2可知，播種10 000粒辣椒種子，獲M1代植株4 750株，獲M2代突變株系604株；從M2群體中篩選的突變株系到第3代有部分被淘汰，獲M3代突變株系562株；M3代種植以后材料沒(méi)有被淘汰的可直接入庫(kù)保存，共保存562份M4代突變體種子于種質(zhì)資源庫(kù)中。對(duì)于收不到種子的突變體，采用突變體與對(duì)照株正反交的方式以雜合體形式保存這些突變性狀。

表2 EMS誘變‘6421’突變體的篩選結(jié)果Table 2 Results of screening of mutants induced from ‘6421’ by EMS

‘6421’突變體庫(kù)反映了豐富的遺傳變異，突變類型可歸納為葉、莖稈、果實(shí)、育性和生育期等 5大類，分別占整個(gè)突變?nèi)后w的 12.73%、21.56%、6.92%、45.33%和13.46%。

2.3 突變體庫(kù)變異性狀描述

對(duì)照植株‘6421’葉片呈淺綠色，株高約70 cm，開(kāi)展度約為70 cm，果實(shí)呈扁圓牛角形，果長(zhǎng)約14 cm，青果呈綠色，成熟果呈鮮紅色(圖1–1、圖1–2)。

葉色突變包括頂芽葉片黃化(圖1–3)、葉色淺綠(圖1–4)、葉色深綠(圖1–5、圖1–9、圖1–15、圖1–16)、葉邊緣黃化(圖1–6)、葉面出現(xiàn)斑點(diǎn)(圖1–7)等 6種類型；葉形突變包括葉片變窄(圖1–8、圖1–9)、變寬(圖1–10、圖1–17)、半卷曲(圖1–8)或全部卷曲(圖1–9)、葉柄變長(zhǎng)(圖1–10)、葉片皺縮(圖1–11)等；葉脈突變表現(xiàn)為葉脈紋路較對(duì)照相比更為清晰、明顯(圖1–12)。

莖稈突變性狀包括株高突變、主莖退化、株型突變和莖匍匐生長(zhǎng)等變異。株高突變又可分為矮稈突變(圖1–5、圖1–10、圖1–11、 圖1–13)和高稈突變(圖1–14、圖1–15)；主莖退化突變表現(xiàn)為矮稈、葉片叢生，葉柄變長(zhǎng)，無(wú)花蕾產(chǎn)生，不能正常結(jié)果等特征(圖1–10)；株型緊湊突變表現(xiàn)為植株在第一次分叉前，控制了側(cè)枝發(fā)育的程度，植株分叉角度小，側(cè)枝數(shù)多且直立向上(圖1–16)；自封頂突變表現(xiàn)為植株生長(zhǎng)至5級(jí)分叉時(shí)即停止生長(zhǎng)(圖1–17)；莖匍匐生長(zhǎng)突變表現(xiàn)為植株苗期主莖彎曲生長(zhǎng)，隨著植株的發(fā)育主莖及各級(jí)側(cè)枝也均匍匐生長(zhǎng)(圖1–18)。

圖1 辣椒部分單株葉片性狀和莖稈性狀突變Fig.1 Leaf and stem mutation of parts of individuals of in pepper

果實(shí)突變包括果色、果長(zhǎng)、果寬、果形和果柄長(zhǎng)度等變異。果色突變包括突變體青果黃色突變(圖2–1)、成熟果橙色突變(圖2–2)；果長(zhǎng)突變表現(xiàn)為與對(duì)照植株果實(shí)相比，果實(shí)長(zhǎng)度變長(zhǎng)(圖 2–3)或變短(圖2–4、圖2–5、圖2–6)；果寬突變表現(xiàn)為與對(duì)照植株果實(shí)相比，果實(shí)寬度變寬(圖 2–4)或變窄(圖2–5)；果形突變表現(xiàn)為突變體果實(shí)呈長(zhǎng)線形(圖2–3)、錐形(圖2–4、圖2–5)；果柄突變表現(xiàn)為果柄變長(zhǎng)(圖2–6)。

圖2 辣椒部分單株果實(shí)性狀和育性性狀突變Fig.2 Fruit and fertility mutation of parts of individuals of in pepper

育性突變包括整個(gè)花器、花瓣、花藥、子房、柱頭等發(fā)生變異。花器突變表現(xiàn)為花瓣退化，花藥畸形、干癟、無(wú)花粉，子房退化，自交不能正常坐果(圖2–7)；花瓣突變表現(xiàn)為花瓣畸形，但自交能正常坐果(圖 2–8)；花藥突變包括花藥顏色突變成黃色、花瓣開(kāi)展度大(圖2–9)和花藥畸形(圖2–11、 圖2–12)，自交均不能正常坐果；子房突變表現(xiàn)為花瓣和花藥均畸形、多子房，自交不能正常坐果(圖2–10)。

生育期突變分為2種：一是早熟突變體出現(xiàn)早花性狀，植株現(xiàn)蕾期提前10~15 d，紅果期提前8~15 d，結(jié)實(shí)率與對(duì)照植株無(wú)差異；二是遲熟突變株中現(xiàn)蕾期延遲12~18 d，紅果期延遲10~15 d，與對(duì)照植株相比，結(jié)實(shí)率低10%~15%。

3 結(jié)論與討論

采用EMS誘變構(gòu)建規(guī)?；耐蛔凅w庫(kù)時(shí)，除了要求突變豐富外，還需要獲得足夠數(shù)量的可用于進(jìn)一步研究的突變后代。處理過(guò)程中誘變劑濃度的確定是成功構(gòu)建突變體庫(kù)的重要指標(biāo)。大量研究表明半致死劑量可作為篩選突變體的重要指標(biāo)[14–17]。同時(shí)，由于在植物對(duì)膜脂過(guò)氧化的酶促防御系統(tǒng)中，SOD、POD和CAT等作為重要的保護(hù)酶，可防御氧自由基對(duì)細(xì)胞膜系統(tǒng)的傷害和反映植物抗逆性的強(qiáng)弱，MDA作為膜脂過(guò)氧化作用的最終產(chǎn)物，能夠在一定程度上反映有害物質(zhì)的積累，故突變?nèi)后w苗期抗氧化物酶的活性表達(dá)和MDA積累也可作為篩選 EMS誘變濃度的重要指標(biāo)[18–19]。本試驗(yàn)采用質(zhì)量分?jǐn)?shù)為 1.0%的 EMS室溫處理辣椒‘6421’種子，種子發(fā)芽率和幼苗成活率均接近半致死。該結(jié)果與前人研究的結(jié)果[20–21]存在差異，這意味著EMS處理濃度與試驗(yàn)材料密切相關(guān)。不同品種的辣椒所需的EMS質(zhì)量分?jǐn)?shù)不同，故在構(gòu)建辣椒突變體庫(kù)時(shí)，首先應(yīng)針對(duì)所選取的試驗(yàn)材料確定好合適的EMS處理濃度。M1群體幼苗中SOD、POD和CAT活性隨著EMS質(zhì)量分?jǐn)?shù)的增加呈現(xiàn)出先升高后降低的趨勢(shì)，MDA含量一直表現(xiàn)為增加的趨勢(shì)，經(jīng)1.0% EMS處理后種子幼苗的3種酶活力均達(dá)到最大值，MDA含量為對(duì)照的1.85倍，說(shuō)明該濃度處理下突變?nèi)后w幼苗期的抵抗逆境脅迫能力最強(qiáng)，生理狀態(tài)處于最佳時(shí)期。綜合考慮，可將EMS 1.0%作為建立辣椒突變體庫(kù)的適宜處理質(zhì)量分?jǐn)?shù)。

采用半致死劑量的 EMS處理辣椒‘6421’種子構(gòu)建突變體庫(kù)，在進(jìn)行突變體篩選時(shí)發(fā)現(xiàn)，M1代群體為隱性突變，表型不明顯，故在 M1代中只進(jìn)行突變體的鑒定，而不加以選擇。M2代有大量突變性狀表達(dá)出來(lái)，可作為選擇突變體的關(guān)鍵時(shí)期。有些株系在M3代還會(huì)出現(xiàn)分離，至M4代時(shí)所獲得的突變株系幾乎全部能穩(wěn)定遺傳，與前人的研究結(jié)果基本一致[5,22–23]；因此，構(gòu)建突變體庫(kù)應(yīng)選擇M3代以上的材料進(jìn)行保存。本試驗(yàn)所構(gòu)建的突變體庫(kù)變異類型豐富，可歸納為葉、莖稈、果實(shí)、育性、生育期等5個(gè)類別，這些與前人所觀察到的突變類別基本類似，但每個(gè)突變類別中的突變性狀較前人觀察到的性狀更為豐富[9–14]，如本試驗(yàn)中篩選到了主莖退化、莖匍匐生長(zhǎng)及果柄變長(zhǎng)等突變類型。突變體庫(kù)的構(gòu)建為辣椒功能基因組學(xué)研究及新品種的選育打下了基礎(chǔ)。

[1]王立浩，張正海，曹亞從，等.“十二·五”我國(guó)辣椒遺傳育種研究進(jìn)展及其展望[J].中國(guó)蔬菜，2016(1)：1–7.DOI：10.3969/j.issn.1000–6346.2016.01.001.

[2]OKAGAKI R J，NEUFFER M G，WESSLER S R.A deletion common to two independently derived waxy mutations of maize[J].Genetics，1991，128(2)：425–431.

[3]KIM Y S，SCHUMAKER K S，ZHU J K.EMS Mutagenesis of Arabidopsis[M].Geman：Humana Press，2006.DOI：10.1385/1–59745–003–0：101.

[4]葉俊，吳建國(guó)，杜婧，等.水稻“9311”突變體的篩選和突變體庫(kù)的構(gòu)建[J].作物學(xué)報(bào)，2006，32(10)：1525–1529.

[5]KUMAR G，RAI P K.EMS induced karypm prphological variation in maize (Zea mays L.) inbreds[J].Turkish Journal of Biology，2007，31(4)：187–195.

[6]WANG C Y，ZHU Z X，LI D，et al.EMS mutagenesis，mutant screening and identification of Sorghum[J].Biotechnology Bulletin，2014(9)：78–83.

[7]劉春，王顯生，張占琴，等.大豆種子貯藏蛋白亞基含量變異種質(zhì)的篩選與創(chuàng)制[J].湖南農(nóng)業(yè)大學(xué)學(xué)報(bào)(自然科學(xué)版)，2008，34(3)：249–255.

[8]WATANABE S，MIZOGUCHI T，AOKI K，et al.Ethyl methane sulfonate (EMS) mutagenesis of Solanum lycopersicum cv.Micro–Tom for large–scale mutant screens[J].Plant Biotechnology，2007，24(1)：33–38.DOI:10.5511/ plantbiotechnology.24.33

[9]AUNI S，DASKALOV S K，F(xiàn)ILEV K A.Radiogeneticeffect of gamma irradiation under different onto genetic states of sweet pepper[J].Comptes Rendus Academie Bulgare Des Sciences，1978，31(10)：1357–1360.

[10]HONDA I，KIKUCHI K，MATSUO S，et al.Heavy–ion–induced mutants in sweet pepper isolated by M1plant selection[J].Euphytica，2006，152(1)：61–66.DOI:10.5511/plantbiotec hnology.24.33

[11]ASHOK Y P，SHARMA P P，YADAV A.Effect of different ethyl methane sulfonate treatments on pollen viability and fruit rot incidence in bell pepper[J].Annals of Agricultural Research，1995，16(4)：442– 444.

[12]PILLAI P S，ABRAHAM S.Improvement of fruit characters and yield in sweet pepper by mutation induction[J].Mutation Breeding，1996，42：17–18.

[13]李合生.植物生理生化實(shí)驗(yàn)原理和技術(shù)[M].北京：高等教育出版社，2000.

[14]ALCANTARA T P，BOSLAND P W，SMITH D W.Ethyl methane sulfonate-induced seed mutagenesis of Capsicum annuum[J].Journal of Heredity，1996，87(3)：239–241.

[15]ADEKOLA O F，OLULEYE F.Induced morphological variations among Capsicum annuum ‘Tatase’ mutants[J].Keffi，2012，8(2)：50–58.

[16]TALEBI A B，SHAHROKHIFAR B.Ethyl methane sulphonate (EMS) induced mutagenesis in Malaysian rice(cv.MR219) for lethal dose determination[J].American Journal of Plant Sciences，2012，3(12)：1661–1665.

[17]JAIN S M.Mutagenesis in crop improvement under the climate change[J].Romanian Biotechnological Letters，2010，15(2)：88–106.

[18]盧銀，劉夢(mèng)洋，王超碩，等.EMS處理對(duì)大白菜種子和幼苗活力的影響及M2表型變異分析[J].植物遺傳資源學(xué)報(bào)，2015，16(2)：349–358.DOI:10.13430/j.cnki.jpgr.2015.02.021.

[19]周立名，王飛，王佳.EMS誘變處理定向篩選獼猴桃耐鹽突變體研究[J].西北農(nóng)業(yè)學(xué)報(bào)，2009，18(5)：330–335.DOI:10.3969/j.issn.1004–1389.2009.05.072.

[20]JABEEN N，MIRZA B.Ethyl methane sulfonate enhances genetic variability in Capsicum annuum[J].Asian Journal Plant Science，2002，1(4)：425–428.DOI：10.3923/ajps.2002.425.428.

[21]JABEEN N，MIRZA B.Ethyl methane sulfonate induces morphological mutations in Capsicum annuum[J].International Journal of Agriculture and Biology，2004，6(2)：340–345.

[22]顧佳清，張智奇，周音.EMS誘導(dǎo)水稻中花 11突變體的篩選和鑒定[J].上海農(nóng)業(yè)學(xué)報(bào)，2005，21(1)：7–11.DOI:10.3969/j.issn.1000–3924.2005.01.003.

[23]韓鎖義，張恒友，楊瑪麗，等.大豆“南農(nóng)86–4”突變體篩選及突變體庫(kù)的構(gòu)建[J].作物學(xué)報(bào)，2007，33(12)：2059–2062.DOI:10.3321/j.issn:0496–3490.2007.12.022.

責(zé)任編輯：尹小紅

英文編輯：梁 和

Construction of mutant library and research on phenotypic variation of mutant population in the pepper(Capsicum annuum L.)

ZHOU Shudong1,2, YANG Bozhi2, OU Lijun2, LIU Zhoubin3, Lü Junheng3, MA Yanqing2*, ZOU Xuexiao2
(1.College of Horticulture and Landscape, Hunan Agricultural University, Changsha 410128, China; 2.Vegetable Institution, Hunan Academy of Agricultural Science, Changsha 410125, China; 3.Longping Branch, Hunan University, Changsha 410008, China)

In this study, the inbred line ‘6421’ was selected and treated with different concentrations of mutagen (ethyl methane sulfonate(EMS)) to study the effect of EMS treatments on seeds germination and some biochemical characteristics of seedlings, to construct mutant library and analyze the phenotypic traits.The results showed that treated with 1.0% EMS, the germination rate and seedling survival rate were 41.01% and 49.32%, respectively, which were close to those with LD50, the seedlings had the highest enzyme activities of SOD (246.45 U/g), POD (33.99 U/g) and CAT (158.10 U/(g·min)), and the MDA content of seedlings was 1.85 times as much as the control.562 mutant lines were identified and classified into five categories: leaf, stem, fruit, fertility and growth period mutations, which were accounting for 12.73%, 21.56%, 6.92%, 45.33% and 13.46% of the total mutation respectively.

Capsicum annuum L.; ethyl methane sulfonate(EMS); half–lethal dose(LD50); mutant population

S641.3

：A

：1007-1032(2017)01-0031-06

2016–04–18

2016–12–05

湖南省自然科學(xué)基金項(xiàng)目(2016JJ2076)；農(nóng)業(yè)部產(chǎn)業(yè)技術(shù)體系項(xiàng)目(CARS–25–A–8)

周書(shū)棟(1982—)，男，湖南株洲人，碩士研究生，主要從事辣椒新品種選育研究，yangy_1223@163.com；*通信作者，馬艷青，博士，研究員，主要從事辣椒新品種選育研究，yanqingmahn@163.com