TNF-α對HepG2細胞LXRα介導的膽固醇外流的影響及其分子機制*

仝 莎，陳 曜， 趙 蕾，黃愛龍， 阮雄中，陳壓西

(重慶醫(yī)科大學脂糖代謝性疾病重慶市重點實驗室脂質研究中心，重慶400016)

非酒精性脂肪性肝病(non-alcoholic fatty liver disease，NAFLD)是由多種原因引起的肝細胞內中性脂肪(主要是甘油三酯和膽固醇酯)過度堆積的代謝性疾病。肝臟脂質代謝穩(wěn)態(tài)的紊亂是構成各種形式脂肪肝的基礎，而炎癥在促進肝細胞脂代謝紊亂中扮演重要角色。在生理狀態(tài)下肝臟內膽固醇的攝取、合成代謝是被嚴格調控的。近年來，我們研究發(fā)現(xiàn)，炎癥因子可以通過干擾控制細胞內膽固醇代謝穩(wěn)態(tài)的一些分子表達，改變膽固醇在體內的轉運和分布，導致膽固醇過多地沉積在組織細胞內，造成組織器官損害［1-4］。肝 X 受體(liver X receptors，LXRs)是配體激活的核轉錄因子超家族成員，是將膽固醇分解代謝和脂類合成有機結合起來的平衡點，具有保持細胞內膽固醇平衡和防止脂質毒性的重要作用。LXRs分為LXRα和LXRβ兩種亞型，LXRα在肝臟中含量最高，LXRβ則在全身各組織中廣泛低表達［5］。LXRα啟動子的活性增加可以上調 LXRα的轉錄從而誘導其下游與膽固醇輸出密切相關的ATP結合盒轉運蛋白 (ATP-binding cassette transporter A1，ABCA1;ATP-binding cassette transporter G1，ABCG1)的表達來調節(jié)細胞內膽固醇的外流。

許多研究發(fā)現(xiàn)LXRs與炎癥反應有著較密切的關系，LXRα表達增高可以明顯抑制炎癥因子的活性從而達到抗炎效應［6］，然而，炎癥因子反過來是否會干擾LXRα及其下游蛋白介導的細胞膽固醇外流卻少見報道。本研究利用HepG2細胞模型，觀察腫瘤壞死因子 α(tumor necrosis factor α，TNF-α)是否通過干擾LXRα的啟動子活性從而使LXRα及其下游蛋白表達異常導致細胞膽固醇外流受阻，加重脂質在肝臟細胞的沉積。

材料和方法

1 材料

HepG2細胞和大腸桿菌菌株DH5α本實驗室保存。

2 主要試劑

Kpn I、Xho I及 T4 DNA連接酶購自 TaKaRa;pGL3-Basic質粒和pRL-TK質粒本室保存;轉染試劑X-tremeGENE HP DNA Transfection Reagent購自Roche;雙螢光素酶檢測試劑盒購自Promega;RPMI-1640培養(yǎng)基和胎牛血清購自HyClone;低密度脂蛋白(low-density lipoprotein，LDL)本實驗室制備;TNF-α購自PeproTech;LXR激動劑(T0901317)購自Sigma;Trizol RNA抽提試劑購自TaKaRa;逆轉錄試劑盒以及Power SYBR Green PCR Master Mix購自Applide Biosystems;細胞蛋白提取試劑盒;PCR引物采用TaqMan Primer Express軟件設計，由北京華大基因公司合成;β-actin、LXRα 羊多抗 IgG、ABCA1鼠多抗IgG、ABCG1兔多抗IgG及相應辣根過氧化物酶標記Ⅱ抗購自Santa Cruz。

3 主要方法

3.1 細胞培養(yǎng) 使用含有10%胎牛血清的RPMI-1640培養(yǎng)基在37℃、5%CO2培養(yǎng)箱中靜止培養(yǎng)HepG2細胞，隔天換液1次，3～4 d可傳代。

3.2 LXRα基因啟動子螢火蟲螢光素酶報告重組質粒的構建 從Promoter Database中獲得LXRα啟動子的DNA序列，以人HepG2細胞基因組DNA為模板，PCR擴增啟動子片段。引物序列為:正向引物5’-ATTGGTACCTCCATCCTGGGCTGCCACC-3’，反向引物5’-GACCTCGAGTCATGAGTTATTCTGGGACCC-3’(下劃線部分分別表示Kpn I和Xho I酶切位點)，反應產物約為1 kb與螢火蟲螢光素酶報告質粒pGL3-Basic分別經(jīng)Kpn I和Xho I雙酶切，在T4連接酶的作用下于16℃過夜，再以低溫CaCl2法將連接產物轉化大腸桿菌感受態(tài)篩選陽性克隆，提取質粒，并進行測序(由重慶醫(yī)科大學感染性疾病分子生物學教育部重點實驗室完成)，命名為pGL3-Basic-LXRα-P。

3.3 轉染HepG2細胞與螢光素酶活性檢測 將HepG2細胞種于24孔板，等細胞匯合度達到80% ～90%時，進行轉染:50 μL MEM 培養(yǎng)基加入 0.5μg DNA，短暫輕柔漩渦，加入 1.5 μL X-tremeGENE HP DNA Transfection Reagent，短暫輕柔漩渦，室溫孵育15～30 min(15至25℃)，將轉染復合物逐滴加入到細胞中。轉染分組1:(1)pGL3-Basic和pRL-TK;(2)pGL3-Basic-LXRα-P和pRL-TK，每組轉染3孔，48 h后測定啟動子活性。轉染分組2:pGL3-Basic-LXRα-P和pRL-TK共轉染24 h后均進行無血清培養(yǎng)24 h后將細胞分為以下5組:(1)對照組(control):RPMI-1640+0.2%BSA;(2)LXR激動劑組(T0901317):RPMI-1640+0.2%BSA+10 μmol/L T0901317;(3)TNF-α 組:RPMI-1640+0.2%BSA+20 μg/L TNF-α;(4)高脂組(LDL):RPMI-1640+0.2%BSA+100 mg/L LDL;(5)聯(lián)合干預組(TNF-α+LDL):RPMI-1640+0.2%BSA+20 μg/L TNF-α +100 mg/L LDL，觀察炎癥因子對啟動子活性的影響。細胞繼續(xù)培養(yǎng)24 h后棄去培養(yǎng)基，PBS洗 2～3次，吸凈殘留的PBS，使用雙螢光素酶報告基因檢測試劑盒進行細胞裂解及螢光素酶活性檢測實驗:每孔中加入100 μL 1×PLB，室溫在搖床放置15 min，將細胞裂解液吸入EP管，10 000 r/min離心5 min，收集上清液備用。在檢測儀器中放入96孔板設置檢測程序并選擇檢測區(qū)域，每孔加入 100 μL Luciferase Assay BufferⅡ測定本底值后加入20 μL細胞裂解液，迅速混勻后進行檢測，記錄檢測值表示螢火蟲螢光素酶活性。再加入100 μL Stop＆Glo Buffer，迅速混勻后檢測得到海腎螢光素酶活性，螢火蟲螢光素酶(firefly lucifer-ase，F(xiàn)L)活性與海腎螢光素酶(Renilla luciferase，RL)活性的比值(FL/RL)來表示相對螢光素酶活性。

3.4 未轉染HepG2細胞分組 HepG2細胞長至對數(shù)生長期，無血清培養(yǎng)24 h后將細胞分為以下4組:(1)對照組(control):RPMI-1640+0.2%BSA;(2)TNF-α 組:RPMI-1640+0.2%BSA+20 μg/L TNF-α;(3)高脂組(LDL):RPMI-1640+0.2%BSA+100 mg/L LDL;(4)聯(lián)合干預組(TNF-α+LDL):RPMI-1640+0.2%BSA+20 μg/L TNF-α +100 mg/L LDL。細胞繼續(xù)培養(yǎng)24 h后進行以下各項實驗分析。

3.5 實時定量PCR檢測 LXRα、ABCA1和 ABCG1 mRNA表達水平 將HepG2細胞平均接種于6孔板中，每組設6復孔。經(jīng)實驗干預后收集細胞，用Trizol法提取細胞總RNA，用分光光度計法測定 A260/A280然后對其進行標化。用逆轉錄試劑盒將標化的RNA逆轉錄為cDNA:每20 μL逆轉錄反應體系中加1 μg總RNA為模板，反應條件為37℃ 15 min，85℃5 s。取2 μL cDNA進行實時定量PCR，以β-肌動蛋白(β-actin)作為內參照，反應體系25 μL。擴增條件為:50 ℃ 2 min，95 ℃ 5 min，95 ℃ 20 s，55 ℃ 20 s，72℃ 30 s，共40個循環(huán)。用ΔΔCt來計算基因的表達水平，計算公式如下:ΔCt=目的基因Ct值 －βactin基因 Ct值，ΔΔCt=實驗組 ΔCt－對照組 ΔCt，實驗組相對于對照組基因表達水平的倍數(shù) =2－ΔΔCt。PCR引物序列見表1。

表1 實時定量PCR引物序列Table 1.The primers for real-time PCR

3.6 Western blotting檢測 LXRα、ABCA1 和 ABCG1蛋白表達 將細胞接種于10 cm培養(yǎng)皿，經(jīng)實驗干預后收集細胞。按照全蛋白提取試劑盒說明書提取細胞總蛋白，用BCA法測定蛋白含量并進行標化，蛋白上樣量約為80～100 μg，β-actin作為內參照蛋白。樣品加變性緩沖液在沸水中煮5 min，SDSPAGE凝膠電泳后轉至PVDF膜。5%脫脂牛奶室溫封閉1 h，Ⅰ抗 LXRα(1∶300)，ABCA1(1∶400)，ABCG1(1∶200)，β-actin(1∶4 000)，4 ℃孵育過夜，TBST洗3次，每次 10 min。Ⅱ抗 LXRα(1∶10 000)，ABCA1(1∶5 000)，ABCG1(1∶7 500)，β-actin(1∶5 000)。37℃孵育1 h，TBST漂洗3次，每次10 min。ECL進行顯色。

3.7 細胞膽固醇外流的測定 將細胞接種于24孔板，每組設6復孔。每孔加入 30 mg/L膽固醇、1 mg/L 25-(OH)膽固醇和 3.7 ×104Bq/well［3H ］-膽固醇。用無血清培養(yǎng)基培養(yǎng)48 h后用 PBS洗滌2次，加入處理因素。培養(yǎng)24 h后PBS洗滌3次，在無血清培養(yǎng)基中加入15 mg/L載脂蛋白A-I(apolipoprotein A-I，apoA-I)，繼續(xù)培養(yǎng) 6 h，收集上清，13 000 r/min離心10 min除去細胞碎片。每孔細胞加入0.4 mL 0.1 mo l/L NaOH，4℃溶解過夜。采用液體閃爍計數(shù)儀分別測量上清液及細胞中［3H］含量，膽固醇外流量 =培養(yǎng)液中［3H］/(培養(yǎng)液中［3H］+細胞中［3H］)。

3.8 油紅O染色觀察細胞脂質積聚情況 細胞接種于24孔板中，每組設6復孔。經(jīng)實驗干預后棄去培養(yǎng)基，用PBS洗滌3次;加入5%甲醛鹽固定30 min后用雙蒸水洗滌2次，1，2-丙二醇固定2 min后棄去，室溫下用油紅O工作液染色30 min，雙蒸水洗滌3次，蘇木素復染2 min，自來水洗2次，甘油明膠封片后顯微鏡下觀察并照相。

3.9 化學酶促－比色法定量檢測細胞內膽固醇含量 將細胞接種于6孔板中，每組設6復孔，經(jīng)實驗干預后收集細胞，離心棄上清后加入1 mL氯仿，甲醇混合液(2∶1)，用超聲破細胞儀破碎細胞。收集上清液真空干燥機干燥后檢測總膽固醇(total cholesterol，TC)、游離膽固醇(free cholesterol，F(xiàn)C)和膽固醇酯(cholesterol ester，CE)。沉淀加入 1 mol/L NaOH室溫孵育過夜，用Lowry法檢測蛋白含量，分別計算膽固醇與細胞內總蛋白比值，分析相對含量。

4 統(tǒng)計學處理

用SPSS 17.0統(tǒng)計軟件，用單因素方差分析比較不同處理組各項檢測指標的差異。數(shù)據(jù)用均數(shù)±標準差(mean±SD)表示。以P＜0.05為差異有統(tǒng)計學意義。

結 果

1 報告基因重組質粒的構建

構建的 LXRα啟動子的熒光素酶報告質粒(pGL3-Basic-LXRα-P)用Kpn I和Xho I進行雙酶切和測序的方法鑒定，結果如圖1所示，經(jīng)Kpn I和Xho I雙酶切，可獲得大小約1 kb的啟動子片段和4.8 kb的pGL3-Basic載體片段。將上述質粒樣品進行測序，用DNAssist軟件與啟動子標準序列進行比對，序列準確，無突變。啟動子克隆構建成功，命名為pGL3-Basic-LXRα-P。

Figure 1.Double digestion of pGL3-Basic-LXRα-P plasmid by Kpn I and Xho I.1:DNA marker(DL2000);2:LXRα-P;3:pGL3-Basic-LXRα-P;4:pGL3-Basic;5:DNA marker(λ-EcoT14 I digest).圖1 pGL3-Basic-LXRα-P質粒的Kpn I和Xho I雙酶切鑒定

2 螢光素酶活性檢測

2.1 pGL3-Basic-LXRα-P啟動子活性鑒定 24孔板HepG2細胞按照上述轉染分組1進行轉染，48 h后檢測雙螢光素酶的表達。以RL表達載體pRL-TK為內參照，以FL/RL來表示相對螢光素酶活性。結果見圖2A，pGL3-Basic-LXRα-P有明顯活性。

2.2 炎癥因子TNF-α對LXRα啟動子活性的影響

確定LXRα啟動子具有活性后，進一步檢測炎癥因子TNF-α對啟動子活性的影響，24孔板HepG2細胞按照上述轉染分組2進行轉染。如圖2B結果顯示，與對照組相比，激動劑組和高脂組LXRα啟動子活性明顯升高，而TNF-α組LXRα啟動子活性受到明顯的抑制，即使有高脂存在，炎癥因子TNF-α仍能抑制啟動子活性。

3 炎癥因子 TNF-α對 LXRα、ABCA1和 ABCG1 mRNA表達水平的影響

與對照組相比，TNF-α組 LXRα、ABCA1和 ABCG1 mRNA表達明顯下調，高脂組mRNA表達均上調，而聯(lián)合干預組中各組mRNA表達明顯低于高脂組，見表2。

4 炎癥因子 TNF-α對 LXRα、ABCA1和 ABCG1蛋白表達水平的影響

與對照組相比，TNF-α組各蛋白表達水平有所下降，而高脂組則明顯增加。但與高脂組相比，聯(lián)合干預組各蛋白表達水平明顯下調，該結果與mRNA檢測結果相符，見圖3。

5 炎癥因子TNF-α對膽固醇外流的影響

與對照組相比，TNF-α組的膽固醇外流量明顯下降，而高脂組膽固醇外流量上調，聯(lián)合干預組與高脂組相比，膽固醇外流量明顯下調，見圖4。

Figure 2.The luciferase activity of pGL3-Basic-LXRα-P.HepG2 cells were transfected pGL3-LXRα-P and pRL-TK，treated with serum-free medium(control)，10 μmol/L T0901317，20 mg/L TNF-α，100 mg/L LDL or 20 mg/L TNF-α plus 100 mg/L LDL for 24 h.A:detection of LXRα promoter activity;B:effects of TNF-α on LXRα promoter activity.Mean±SD.n=6.*P ＜0.05 vs control;#P ＜0.05 vs LDL.圖2 各組啟動子活性的檢測

表2 TNF-α對各組LXRα、ABCA1和ABCG1 mRNA表達的影響Table 2.Effects of TNF-α on mRNA expression of LXRα，ABCA1 and ABCG1 in HepG2 cells(folds of control.Mean±SD.n=6)

*P ＜0.05 vs control;#P ＜0.05 vs LDL.

Figure 3.Affects of TNF-α on protein expression of LXRα，ABCA1 and ABCG1 in HepG2 cells.Mean ± SD.n=3.*P ＜0.05 vs control;#P ＜0.05 vs LDL.圖3 TNF-α對各組LXRα、ABCA1和ABCG1蛋白表達的影響

6 HepG2細胞內脂質積聚情況

對照組細胞內有少量紅染顆粒，分別給予TNF-α或者高脂處理時，細胞內紅染顆粒有增加，而聯(lián)合干預組與其它3組相比，細胞內有更多紅染顆粒，說明炎癥因子TNF-α促進了膽固醇在細胞內的異常積聚，見圖5。

Figure 4. TNF-α reduced intracellular cholesterol efflux of HepG2 cells loaded with cholesterol and 25-hydroxycholesterol.HepG2 cells were preloaded with cholesterol for 48 h.The cholesterol-loaded cells were incubated in serum-free medium(control)，100 mg/L LDL，20 mg/L TNF-α or 20 mg/L TNF-α plus 100 mg/L LDL for 24 h.Mean ±SD.n=6.*P ＜0.05 vs control;#P ＜0.05 vs LDL.圖4 各組HepG2細胞膽固醇外流量的測定

7 炎癥因子TNF-α對HepG2細胞內膽固醇水平的影響

炎癥因子組和高脂組中細胞內膽固醇的含量與對照組相比均有一定的增高，而聯(lián)合干預組與其它3組相比膽固醇的含量明顯增高，見表3。

Figure 5.Observation of lipid accumulation in HepG2 cells after treatment with TNF-α or LDL(×400).HepG2 cells were incubated for 24 h with serum-free medium(A)，20 mg/L TNF-α (B)，100 mg/L LDL(C)or 20 mg/L TNF-α plus 100 mg/L LDL(D).The cells were examined for lipid inclusion by oil red O staining.The results are typical images in four separate experiments.圖5 各組HepG2細胞油紅O染色的結果

表3 各組HepG2細胞中膽固醇含量的測定Table 3.Effects of TNF-α on intracellular cholesterol changes in HepG2 cells［mg/(g protein).Mean ±SD.n=6］

討 論

目前已有大量關于甘油三酯和游離脂肪酸調節(jié)異常導致NAFLD的發(fā)病機制的研究﹝7-8﹞，相比之下膽固醇在NAFLD發(fā)病過程中的作用則有所忽視。盡管在肝臟異常沉積的脂質中絕大部分為甘油三酯，而膽固醇酯的相對含量不到10%，但是如果膽固醇在肝臟中異常沉積，就會啟動肝細胞內的氧化應激、內質網(wǎng)應激以及細胞凋亡，從而促使NAFLD從單純的脂肪肝向脂肪性肝炎以及肝壞死發(fā)展［9］。有臨床研究表明脂肪性肝炎的患者肝臟組織中游離膽固醇的含量是顯著升高的［10］。另外也有動物模型證明，高膽固醇飲食能顯著促進不伴隨胰島素抵抗以及肥胖的NAFLD的發(fā)生［11］。

慢性炎癥在代謝性疾病的發(fā)生、發(fā)展及預后中起了關鍵的作用。越來越多的研究認為，肥胖、胰島素抵抗或高胰島素血癥、2型糖尿病、脂代謝紊亂、高血壓、動脈粥樣硬化等代謝綜合征與炎癥反應有著密切關系。大量的動物實驗及臨床研究證實:慢性炎癥或炎癥細胞因子在促進肝細胞脂肪變性，加重肝細胞脂質代謝紊亂中扮演了重要的角色［12］。

本課題組在體內外實驗已證實炎癥可以干擾肝臟膽固醇的外源性攝取及內源性合成從而促進NAFLD［13］，而其對膽固醇外流途徑的影響尚不清楚。在肝臟組織中，膽固醇由細胞內排出至細胞外主要包括:游離膽固醇經(jīng)ABC膜轉運蛋白轉運至細胞膜外層，并與apoA-I相結合進而形成高密度脂蛋白［14］;膽固醇通過經(jīng)典合成途徑和替代合成途徑合成膽汁酸排出體外;少量轉化成類固醇激素。與膽固醇外流密切相關的ATP結合盒轉運蛋白家族中的ABCA1和ABCG1是LXRα的下游蛋白。肝臟中，游離膽固醇的流出主要是由ABCA1和ABCG1調節(jié)的［15］。ABCA1和ABCGl作為兩種跨膜蛋白以ATP為能源，促進細胞內游離膽固醇流出從而參與膽固醇逆向轉運的初始階段，并形成高密度脂蛋白(highdensity lipoprotein，HDL)［16］。ABCA1 細胞內的膽固醇轉運出來與apoA-I結合轉變成盤狀的新生HDL，然后在血漿中成熟為球形的HDL。ABCG1以HDL為膽固醇接受體，對膽固醇平衡的調節(jié)也起到了重要作用［17］。

基因的表達受許多因素的調節(jié)，其中啟動子就是眾多因素中起主要作用的一員。我們推測炎癥因子有可能通過調節(jié)LXRα的啟動子活性，來調節(jié)它的表達。在本研究中我們設計了LXRα啟動子的螢火蟲螢光素酶報告質粒，檢測啟動子的活性后，將其轉染HepG2細胞后進行炎癥處理，通過雙熒光素酶報告系統(tǒng)來檢測炎癥因子對LXRα啟動子活性的影響，發(fā)現(xiàn)炎癥因子對LXRα啟動子活性有明顯抑制作用。進而我們觀察了LXRα及其下游蛋白ABCA1和ABCG1的表達情況。給予高脂組處理時，與對照組相比，LXRα、ABCA1和ABCG1 mRNA和蛋白的表達水平上調，因此肝細胞可通過增加膽固醇外流來減輕脂質在細胞內的過度積聚。而炎癥因子組與對照組相比，LXRα、ABCA1和ABCG1 mRNA和蛋白的表達下調，膽固醇的外流也受到抑制，油紅O染色以及細胞內膽固醇含量測定結果顯示在炎癥狀態(tài)下，無論細胞是否給予高脂處理，膽固醇在細胞內的積聚均明顯增加。

通過上述實驗，我們在體外HepG2模型上證實了炎癥因子能通過抑制LXRα啟動子的轉錄活性，從而下調LXRα及其下游蛋白ABCA1和ABCG1的表達，導致細胞內膽固醇外流減少，造成脂質的異常沉積。該研究為闡明炎癥可能作為獨立致病因子在脂質介導的肝損害中的作用機制提供了理論依據(jù)，為臨床治療非酒精性脂肪性肝病及新藥開發(fā)提供了新的線索。

［1］ Ruan XZ，Varghese Z，Powis SH，et al.Dysregulation of LDL receptor under the influence of inflammatory cytokines:a new pathway for foam cell formation［J］.Kidney Int，2001，60(5):1716-1725.

［2］ Ruan XZ，Moorhead JF，Jian L，et al.Mechanisms of dysregulation of low-density lipoprotein receptor expression in vascular smooth muscle cells by inflammatory cytokines［J］.Arterioscler Thromb Vasc Biol，2006，26(5):1150-1155.

［3］ Ruan XZ，Moorhead JF，F(xiàn)ernando R，et al.PPAR agonists protect mesangial cells from interleukin 1β-induced Intracellular lipid accumulation by activating the ABCA1 cholesterol efflux pathway［J］.Am Soc Nephrol，2003，14(3):593-600.

［4］ Chen Y，Ruan XZ，Li Q，et al.Inflammatory cytokines disrupt LDL receptor feedback regulation and cause statin resistance:a comparative study in human hepatic cells and mesangial cells［J］.Am J Physiol Renal Physiol，2007，293(3):F680-F687.

［5］ 代小艷，唐朝克.肝X受體在體內膽固醇平衡中的作用［J］.中國病理生理雜志，2006，22(9):1854-1857.

［6］ Ogawa D，Stone JF，Takata Y，et al.Liver X receptor agonist inhibit cytokine-induced osteopontin expression in macrophages through interference with activator protein-1 signaling pathways［J］.Cire Res，2005，96(7):e59-e67.

［7］ Hardwick JP，Osei-Hyiaman D，Wiland H，et al.PPAR/RXR regulation of fatty acid metabolism and fatty acid ωhydroxylase(CYP4)isozymes:implications for prevention of lipotoxicity in fatty liver disease［J］.PPAR Res，2009，2009:952734.

［8］ Fabbrini E，DeHaseth D，Deivanayagam S，et al.Alterations in fatty acid kinetics in obese adolescents with increased intrahepatic triglyceride content［J］.Obesity(Silver Spring)，2009，17(1):25-29.

［9］ Zhang W，Kudo H，Kawai K，et al.Tumor necrosis factor-α accelerates apoptosis of steatotic hepatocytes from a murine model of non-alcoholic fatty liver disease［J］.Biochem Biophys Res Commun，2010，391(4):1731-1736.

［10］ Caballero F，F(xiàn)ernández A，De Lacy AM，et al.Enhanced free cholesterol，SREBP-2 and StAR expression in human NASH［J］.J Hepatol，2009，50(4):789-796.

［11］Kainuma M，F(xiàn)ujimoto M，Sekiya N，et al.Cholesterol-fed rabbit as a unique model of nonalcoholic，nonobese，noninsulin-resistant fatty liver disease with characteristic fibrosis［J］.J Gastroenterol，2006，41(10):971-980.

［12］ Lanza-Jacoby S，Phetteplace H，Sedkova N，et al.Sequential alterations in tissue lipoprotein lipase，triglyceride secretion rates，and serum tumor necrosis factor alpha during Escherichia coli bacteremic sepsis in relation to the development of hypertriglyceridemia［J］.Shock，1998，9(1):46-51.

［13］ Zhao L，Chen Y，Tang R，et al.Inflammatory stress exacerbates hepatic cholesterol accumulation via increasing cholesterol uptake and de novo synthesis［J］.J Gastroenterol Hepatol，2011，26(5):875-883.

［14］呂 湛，陳遠貞.過氧化物酶體增殖體活化受體γ、肝臟X受體α、視黃酸X受體 α活化對 THP-1細胞結合ATP結合盒轉運蛋白和CD36mRNA表達的影響［J］.中國病理生理雜志，2004，20(8):1381-1384.

［15］Gelissen IC，Harris M，Rye KA，et al.ABCA1 and ABCG1 synergize to mediate cholesterol export to apoA-I［J］.Arterioscler Thromb Vasc Biol，2006，26(3):534-540.

［16］ Maxtiled FR，Wüstner D.Intracellular cholesterol transport［J］.J Clin Invest，2002，110(7):891-898.

［17］ Sabol SL，Brewer HB Jr，Santamarina-Foio S.The human ABCG1 gene:identification of LXR response elements that modulate expression in macrophages and liver［J］.J Lipid Res，2005，46(10):2151-2167.