王玥,劉秀梅,魏曉琨,朱玲
(1.天津科技大學(xué)生物工程學(xué)院工業(yè)發(fā)酵微生物教育部重點(diǎn)實(shí)驗(yàn)室,天津 300457;2.上海斯貝生物科技有限公司,上海 200235)
D-塔格糖(D-tagatose)是一種低熱量與蔗糖甜度相近的食品甜味劑[1-2]。對(duì)其他甜味劑也有較好的協(xié)同增效作用[3]。D-塔格糖的生理功效體現(xiàn)在控制高血糖和糖尿病并發(fā)癥[4-5]、平衡腸道菌群[6]、預(yù)防齲齒[7]等方面。大量毒理試驗(yàn)證明塔格糖安全無毒,國際上很多國家包括美國,新西蘭和澳大利亞以及中國,已批準(zhǔn)其在食品中廣泛應(yīng)用[8-9]。
截止到21 世紀(jì)初,D-塔格糖的制備主要有化學(xué)和生物兩種轉(zhuǎn)化方法。化學(xué)轉(zhuǎn)化的問題是產(chǎn)物復(fù)雜難于與目標(biāo)產(chǎn)物分離[10];生物轉(zhuǎn)化法包括發(fā)酵法和酶法[11]。發(fā)酵法周期長產(chǎn)量低,不適合工業(yè)擴(kuò)大生產(chǎn)。酶法制備則是以D-半乳糖為原料,在L-阿拉伯糖異構(gòu)酶催化下進(jìn)行轉(zhuǎn)化[12]。L-阿拉伯糖異構(gòu)酶由araA 基因編碼,參與L-阿拉伯糖的代謝。由于D-半乳糖和L-阿拉伯糖在三維結(jié)構(gòu)上相似,見圖1,因此L-阿拉伯糖異構(gòu)酶還能催化D-半乳糖生成D-塔格糖[13]。該酶在用于生產(chǎn)D-塔格糖中具有很大商業(yè)價(jià)值[14]。
圖1 L-阿拉伯糖異構(gòu)酶催化的反應(yīng)Fig.1 In vivo and in vitro reactions catalyzed by AI
本文采用DNA 重組技術(shù)構(gòu)建了一株高表達(dá)L-阿拉伯糖異構(gòu)酶的基因工程菌,將E.coli K12 基因組中的araA 基因插入載體pET-32a,并轉(zhuǎn)入宿主菌BL21(DE3)中高效表達(dá),隨后對(duì)粗酶的酶活和最適酶活條件進(jìn)行測(cè)定。
1.1.1 菌種與質(zhì)粒
大腸桿菌K12(Escherichia coli)、大腸桿菌BL21(DE3)、載體pET-38a 為上海斯貝生物科技有限公司實(shí)驗(yàn)室保存;pMD-18T 載體購自上海皓嘉科技發(fā)展有限公司。
1.1.2 主要試劑
限制性內(nèi)切酶、T4 DNA 連接酶購自上海皓嘉科技發(fā)展有限公司;DNA 回收試劑盒購自上海捷瑞生物工程有限公司并由該公司完成PCR 引物合成;2xTaq PCR MasterMix 購自天根生化科技有限公司;測(cè)序由上海英駿生物技術(shù)有限公司進(jìn)行。其它試劑均為市售分析純。
1.1.3 培養(yǎng)基
LB 培養(yǎng)基:胰蛋白胨10 g/L,酵母粉5 g/L,NaCl 10 g/L,pH 7.2;固體培養(yǎng)基中添加1.5%的瓊脂;固體、液體LB 培養(yǎng)基使用時(shí)按需要添加氨芐青霉素(Amp,終濃度100 μg/mL)。
1.2.1 araA 基因的PCR 擴(kuò)增
根據(jù)GenBank 中大腸桿菌L-阿拉伯糖異構(gòu)酶(ECAI)基因序列設(shè)計(jì)PCR 引物,分別為araA(+):GCTCTAGAAATAATTTTGTTTAACTT TAAGAAGGAGA TATACCATGACGATTTTTG,Xba I,rbs(點(diǎn)劃線);araA(-):GGAAGCTTTTAGCGACGAA ACCCGTAATA CAC TTCGTTC,Hind Ⅲ。
由于選用的酶切位點(diǎn)為Xba I 和Hind III,質(zhì)粒上的RNA 聚合酶結(jié)合位點(diǎn)被切除,故須在引物araA(+)處補(bǔ)入,,確?;虻恼^D(zhuǎn)錄。PCR 擴(kuò)增的模板為大腸桿菌K12 基因組DNA,于94 ℃預(yù)變性5 min,變性30 s,65 ℃退火30 s,72 ℃延伸90 s,循環(huán)30 次,最后72 ℃延伸5 min。
1.2.2 表達(dá)載體的構(gòu)建以及目的基因的誘導(dǎo)表達(dá)
將回收的PCR 產(chǎn)物連接到pMD-18T 載體上并轉(zhuǎn)化到E.coli DH5α,篩選氨芐抗性的陽性克隆,經(jīng)測(cè)序正確,將目標(biāo)片段克隆到pET-32a 上,并轉(zhuǎn)化入E.coli BL21(DE3)中,篩選氨芐抗性的陽性克隆。將該陽性克隆菌株于37 ℃條件下置于50 μg/mL 氨芐霉素LB 培養(yǎng)基中培養(yǎng),測(cè)得OD600達(dá)到0.4~0.6 時(shí)加入IPTG 至0.5 mmol/L,15 ℃誘導(dǎo)10 h,4 000 r/min 離心20 min,收集菌體,用50 mmol/L Tris-HC(lpH7.6)重懸菌體。誘導(dǎo)產(chǎn)物用12%的SDS-PAGE 分析。
1.2.3 L-阿拉伯糖異構(gòu)酶的酶活測(cè)定
以重懸菌體為粗酶源、D-半乳糖作為酶活測(cè)定的底物,3 mL 酶活測(cè)定體系包括0.6 mL 菌懸液,0.4 g/L D -半乳糖,1 mmol/L MnCl2,50 mmol/L Tris -HCl(pH7.6)。60 ℃反應(yīng)1 h,每隔15 min 取樣0.5 mL 到0.5 mL 0.1 mol/L HCl 中,測(cè)定D-塔格糖含量。D-塔格糖含量的測(cè)定采用半胱氨酸-咔唑法[15]。在上述測(cè)定條件下,將每小時(shí)產(chǎn)生1 μg D-塔格糖所需的酶量定義為一個(gè)酶活單位(U)。
1.2.4 酶活最適條件的測(cè)定
根據(jù)上述酶活測(cè)定方法,分別從溫度、pH、二價(jià)金屬離子以及Mn2+濃度四個(gè)方面來研究酶活測(cè)定的最適條件。
溫度:分別在30、37、40、50、60、70 ℃下測(cè)定酶活,其中反應(yīng)體系pH 為7.6,離子為Mn2+。
pH:采用磷酸氫二鈉-磷酸二氫鉀緩沖液(pH 4.92~8.18)和Tris-HCl 緩沖液(pH 7.10~9.00),在pH 6、pH 6.6、pH 7、pH 7.6、pH 8、pH 8.6、pH 9 條件下進(jìn)行酶活測(cè)定。反應(yīng)溫度為60 ℃,離子為Mn2+。
二價(jià)金屬離子:在Mn2+、Co2+、Mg2+、Ca2+、Fe2+、Ni2+、Zn2+、Cu2+存在下測(cè)定酶活,各離子濃度均為1 mmol/L,以不加入任何二價(jià)金屬離子所測(cè)定的酶活為對(duì)照。
Mn2+濃度:向重懸菌體中加入10 mmol/L EDTA 以去除金屬離子,37℃處理2h。離心去上清,再用50mmol/L Tris-HCl(pH7.6)重懸。酶活測(cè)定中分別加入0、1、3、5、7、9 mmol/L Mn2+來檢測(cè)Mn2+濃度對(duì)酶活的影響。以未經(jīng)EDTA 處理的酶的酶活為參照。
以大腸桿菌K12 基因組模板,經(jīng)PCR 擴(kuò)增araA得到1 500 bp 左右的特異性條帶,其大小與理論預(yù)期一致。回收目標(biāo)條帶,直接連接到pMD-T 載體上,轉(zhuǎn)入到大腸桿菌DH5α,篩選氨芐抗性的陽性克隆,并測(cè)序。測(cè)序結(jié)果與GenBank 上公布的大腸桿菌K12 的araA 基因(EG10052)相比,第213 位的由T 變?yōu)镃,第1395 位由C 變化T。但是對(duì)照密碼子表,兩者都是第三位發(fā)生突變,前者由GAT 變成GAC,但其對(duì)應(yīng)的氨基酸未變,仍然為天冬氨酸;后者由TTC 變成TTT,對(duì)應(yīng)的氨基酸仍然為苯丙氨酸。因此,基因序列的突變并不影響目的蛋白的序列。
將T 載體雙酶切得到1 500 bp 左右的條帶克隆到質(zhì)粒pET-32a 上,獲得重組質(zhì)粒pET-32a-araA,轉(zhuǎn)入到大腸桿菌BL21(DE3)中,篩選氨芐抗性的陽性克隆菌落,獲得重組araA 的工程菌AraA。
將上述構(gòu)建的工程菌AraA,按材料與方法中所述進(jìn)行培養(yǎng)及誘導(dǎo),所得菌體經(jīng)超聲波破碎,并經(jīng)SDSPAGE 電泳,結(jié)果如圖2 所示。
圖2 重組菌AraA SDS-PAGE 蛋白電泳圖Fig.2 SDS-PAGE result of expression product of araA
經(jīng)IPTG 誘導(dǎo)后,L-阿拉伯糖異構(gòu)酶在宿主菌E.coli BL21(DE3)中有顯著的表達(dá),見圖2 的Line2、3,其大小約為56 kDa,與文獻(xiàn)報(bào)道的L-AI 的單體分子量(Mr=56 074 Da)大小一致。目的蛋白大部分為胞內(nèi)表達(dá),離心沉淀中仍有少量包涵體存在,見圖2 的Line7。
對(duì)相同濃度的重懸菌體、重懸菌體破碎液、破碎上清和破碎沉淀進(jìn)行酶活測(cè)定,結(jié)果見圖3。
圖3 不同類型酶源的活力比較Fig.3 The activity construction of suspension of AI
通過比較,重懸菌體的酶活最高,因此酶活測(cè)定時(shí)均采用重懸菌體作酶源。與重懸菌體相比,由于超聲破碎對(duì)酶活產(chǎn)生影響,導(dǎo)致菌體破碎液的酶活有一定下降。破碎液中的酶活完全來自于上清液中的可溶蛋白,這說明包涵體中的蛋白沒有活性。
2.3.1 溫度
按照酶活測(cè)定方法,在不同的溫度下考察重組菌的酶的活力,確定最適酶活溫度,結(jié)果見圖4。
圖4 溫度對(duì)酶活測(cè)定的影響Fig.4 Effect of temperature on the activity of AI
從圖4 中可以看出,隨著溫度的增加,酶活不斷增大,在60 ℃時(shí)達(dá)到最大活力,最高酶活為746.8 U/mL,并設(shè)為100%作為對(duì)照。雖然大腸桿菌的最適生長溫度為37 ℃,可此時(shí)的酶活卻僅為最高酶活的43%。明顯不同于文獻(xiàn)[12-15]中所述的37 ℃為最適酶活溫度,即常溫菌中AI 的最適酶活溫度能夠達(dá)到嗜熱菌中AI 的最適酶活溫度。這是前所未有的。
2.3.2 pH
采用磷酸氫二鈉-磷酸二氫鉀緩沖液(pH 6、pH 6.6、pH 7)和Tris-HCl 緩沖液(pH 7.6、pH 8、pH 8.6、pH 9),在不同pH 條件下對(duì)L-AI 進(jìn)行酶活測(cè)定,結(jié)果見圖5。
圖5 pH 對(duì)酶活測(cè)定的影響Fig.5 Effect of pH on the activity of AI
從圖5 中可以看出,在酸性條件下,L-AI 具有極低的活力,因此L-AI 不適合在酸性條件下進(jìn)行反應(yīng)。在堿性條件下,隨著pH 的逐漸增加,L-AI 活力逐漸下降。在pH7.6 時(shí)達(dá)到最高活力,最高活力為619.6 U/mL。
2.3.3 二價(jià)金屬離子
在Mn2+、Co2+、Mg2+、Ca2+、Fe2+、Ni2+、Zn2+、Cu2+存在下測(cè)定酶活,各種離子濃度均為1 mmol/L,以不加入任何金屬離子所測(cè)定的酶活為對(duì)照,結(jié)果見圖6。
從圖6 中可以看出,測(cè)定中添加Mn2+、Co2+和Fe2+能明顯地提高酶活,且Mn2+最高,相對(duì)活力高達(dá)190%。Mg2+、Ca2+和Ni2+對(duì)提高酶活的影響不太明顯,而Zn2+和Cu2+卻抑制了酶活測(cè)定。其中不加入任何金屬離子時(shí)的酶活為304 U/mL,并設(shè)為100%作為對(duì)照。
圖6 金屬離子對(duì)酶活測(cè)定的影響Fig.6 Effect of divalent metallic ion on the activity of AI
2.3.4 Mn2+濃度
以EDTA 處理后的重懸菌體為酶源,分別加入0、1、3、5、7、9 mmol/L Mn2+來檢測(cè)Mn2+濃度對(duì)酶活的影響,結(jié)果見圖7。以未經(jīng)EDTA 處理的酶的酶活為參照(100%)。
圖7 Mn2+濃度對(duì)酶活測(cè)定的影響Fig.7 Effect of concentration of Mn2+on the activity of AI
從圖7 可以看出,經(jīng)過EDTA 處理后,酶完全沒有活性。加入Mn2+后,可以使EDTA 處理過的酶重新恢復(fù)活力。但活力恢復(fù)后,酶活并不隨著Mn2+濃度的增加而增加。這表明L-阿拉伯糖異構(gòu)酶需要Mn2+催化,而且加入Mn2+有助于提高酶活,但提高酶活的量是有限度的。其中未經(jīng)EDTA 處理的酶液的酶活為660 U/mL,并設(shè)為100%作為對(duì)照,活力恢復(fù)后的酶活均能達(dá)到590 U/mL 以上。
本研究中選擇E.coli K12 基因組作為模板,用PCR 方法克隆得到L-阿拉伯糖異構(gòu)酶基因araA,并將其轉(zhuǎn)入表達(dá)載體pET-32a 中?;诒磉_(dá)載體上T7 lac 的強(qiáng)啟動(dòng)表達(dá)功能,使得目的蛋白在宿主菌BL21(DE3)中得到很高的表達(dá)量。經(jīng)SDS-PAGE 分析,15 ℃誘導(dǎo)10 h 后,目的蛋白主要以可溶性蛋白形式存在于菌體中,而無活性的包涵體表達(dá)量極低。以重懸菌液為酶源、D-半乳糖為底物,測(cè)定了L-阿拉伯糖異構(gòu)酶的最適酶活條件。其結(jié)果表明:酶的最適溫度為60 ℃,最適pH 為7.6,酶活測(cè)定中加入Mn2+能顯著提高酶活,1 mmol/L Mn2+能使酶活相對(duì)提高50%。
[1]Pil Kim.Current studies on biological tagatose production using Larabinose isomerase:a review and future perspective[J].Applied microbiology and biotechnology,2004,65(3):243-249
[2]Levin GV.Tagatose,the new GRAS sweetener and health product[J].Journal of medicinal food,2002,5(1):23-36
[3]Bertorelli AM,Czarnowski-Hill JV.Review of present and future use of nonnutritive sweeteners[J].Diabetes Educ,1990,16(5):415-422
[4]梁敏,翟婭菲,鄒洋,等.新型甜味劑塔格糖的應(yīng)用及生產(chǎn)[J].食品與藥品,2011(3):125-128
[5]Ercan-Fang N,Gannon M C,Rath V L.Integrated effects of multiple modulators on human liver glycogen phosphorylase a[J].Am physiol endocrinol metab,2002,283(1):29-37
[6]Bertelsen H,Jesen BB,Buemann B.D-tagatose:a novel lowcalorie bulk sweetener with prebiotic properties[J].World review of nutrition and dietetics,1999,85:98-109
[7]Claire LK,Margaret HW,Vasilios HF.90-day oral toxicity study of D-tagatoseinrats[J].Regulatorytoxicologyandpharmacology,1999,29:1-10
[8]Burdock GA,Garabin I G.Generally recognized as safe (GRAS):history and description[J].Toxico Lett,2004,150(1):3-18
[9]Benjamin B,Soren T,Arne A.Human gastrointestinal tolerance to Dtagatose[J].Regulatory toxicology and pharmacology,1999,29(2):71-77
[10]黃聞霞,江波,沐萬孟,等.化學(xué)法合成D-塔格糖的研究[J],食品工業(yè)科技,2008,1(1):247-249
[11]Oh DK.Tagatose:properties,applications,,and biotechnological processes[J].Appl microbiol biotechnol,2007,76(1):1-8
[12]Granstr?m TB,Takata G,Tokuda M,et al.Izumoring:a novel and complete strategy for bioproduction of rare sugars[J].J Biosci Bioeng,2004,97(2):89-94
[13]Lee SJ,Lee DW,Choe EA,et al.Characterization of a Thermoacidophilic L-Arabinose Isomerase from Alicyclobacillus acidocaldarius:Role of Lys-269 in pH Optimum[J].Appl Envir Microbiol,2005,71(12):7888-7896
[14]Levin GV.Tagatose,The new GRAS sweetener and health product[J].Med Food,2002,5(1):23-36
[15]Dische Z,Borenfreund E.A new spectrophotometric method for the detection and determination of keto sugar and trioses[J].Journal of biological chemistry,1951,192(2):583-587